Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zur enzymatischen Verkettung von halogenierten Alkenyldiphosphat-Derivaten, ein Verfahren zur enzymatischen Herstellung von Produkten, insbesondere Polymeren und Copolymeren auch zusammen mit nicht-halogenierten Derivaten, enthaltend diese Monomereinheiten, sowie entsprechende Polymere oder Copolymere.

Hintergrund der Erfindung

Natürlicher Kautschuk wird hauptsächlich aus dem Kautschukbaum Hevea brasi- liensis gewonnen und stellt ein einzigartiges hochmolekulares Biopolymer dar. Durch Vulkanisieren des natürlichen Kautschuks entsteht ein sehr elastischer und widerstandsfähiger Kautschuk, der Anwendung in vielen Bereichen der Gummiherstellung findet, wie etwa in Autoreifen, Gummihandschuhe, Luftballons, Latexkleidung, usw. Neben dem Kautschukbaum Hevea brasiliensis als Rohstoffquelle für natürlichen Kautschuk gibt es aber auch Bestrebungen, größere Mengen Milchsaft (Latex) aus dem russischen Löwenzahn Taraxacum koksaghyz zu gewinnen. Dies liegt darin begründet, dass besonders das vermehrte Auftreten von Allergien gegenüber Proteinen des Kautschukbaums die Verwendung des natürlichen Materials immer schwieriger macht. Natürlicher Kautschuk besteht aus 1 ,4-verknüpften Isopreneinheiten in cis- Konfiguration mit einem Molekulargewicht von etwa 1 0 ⁶ g mol ^"1 , daneben enthält natürlicher Kautschuk aber auch noch einen geringen Anteil (<1 %) anderer Substanzen, die für spezielle Eigenschaften dieses Polymers verantwortlich sind. Die Polymermoleküle des Naturkautschuks werden in den Latex-Gefäßen (Latiziferen) des Kautschukbaums produziert und aggregiert, wobei Gummipartikel erhalten werden. Die Biosynthese von Naturkautschuk erfolgt fast vollständig aus von Iso- pentenyldiphosphat (auch als Isopentenylpyrophosphat oder abgekürzt als„IPP" bezeichnet) stammenden Isopreneinheiten. Als Startersubstrat wird ein allylisches Prenyldiphosphat benötigt, damit die nachfolgende Kettenverlängerungsreaktion zur Bildung der Kautschukmakromoleküle initiiert werden kann. Die Synthese der allylischen Prenyldiphosphate aus Isopentenyldiphosphat (IPP) wird durch die IPP-lsomerase und Prenyltransferase katalysiert. Isopentenyldiphosphat (IPP) und das aus dieser Verbindung durch Isomerisierung hergestellte Dimethylallyl- diphosphat (DMAPP) wird durch den Mevalonatbiosyntheseweg im Cytosol synthetisiert. Daneben wurde ein zweiter Stoffwechselweg zum IPP und DMAPP entdeckt, der sogenannte MEP-Weg (Methylerythritolphosphatweg). Dieser Stoff- wechselweg ist unter anderem in den pflanzlichen Piastiden und in dem Erreger der Malaria zu finden.

Das Enzym, das für die c/s-1 ,4-Polymerisation der aus IPP stammenden Isopreneinheiten an das allylische Startermolekül verantwortlich ist, ist die an Kautschukpartikel gebundene Kautschuk-Synthase („Rubber-Synthase"; EC 2.5.1 .20). Die- ses Enzym kann die Synthese hochmolekularer Polyisoprene von über C-iooooo realisieren.

Neben der Kautschuk-Synthase gibt es noch eine Vielzahl anderer Prenyltransfe- rasen, die die Ausgangsstoffe für die Naturstoffe der Terpene und Terpenoide synthetisieren. Den Terpenen und dem Kautschuk ist gemeinsam, dass sie sich auf das Gerüst des ungesättigten Kohlenwasserstoffs Isopren zurückführen lassen. Mit bislang ca. 40.000 beschriebenen Substanzen bilden Isoprenoide die größte Klasse sekundärer Pflanzenstoffe. In Pflanzen haben sie vielfältige Funktionen und sind an unterschiedlichen Prozessen beteiligt. Für industrielle Anwendungen sind Isoprenoide von besonderem Interesse. Die Einteilung der Prenyltransferasen, die Polyprenyldiphosphate synthetisieren, erfolgt grundsätzlich nach den synthetisierten Produkten, in eis- und trans- Prenyltransferasen. Dabei unterscheidet man je nach Kettenlänge des entstehenden Produktes zwischen Kurz-, Mittel- und Langketten-Prenyltransferasen.

Wie bereits oben erläutert, ist eine enzymatische Synthese von Kautschuk aus dem Gummibaum Hevea brasiliensis bereits bekannt, allerdings konnte bisher für die Kautschuk-Synthase nur eine Aktivität mit Isopentenyldiphosphat (IPP) nachgewiesen werden. Die Arbeit mit der Kautschuk-Synthase aus dem Gummibaum Hevea brasiliensis wird durch den Umstand, dass sie kaum heterolog exprimier- bar und zudem auf Helferproteine angewiesen ist, besonders erschwert. Eine kombinierte chemische und enzymatische Synthese könnte daher die Herstellung neuartiger und auch bisher chemisch synthetisierter Gummiarten unterstützen. Insbesondere sind auch artifizielle Verlängerungssubstrate für die Prenyltransfe- rasen interessant, weil in speziellen synthetisch erzeugten Gummiarten strukturell veränderte Polyisoprene vorkommen. Ein Beispiel hierfür ist Chloropren- Kautschuk (auch Polychloropren oder Chlorbutadien-Kautschuk), der unter ande- rem z.B. unter der Bezeichnung Neopren® vertrieben wird. Die Herstellung dieses Synthesekautschuks erfolgt durch Polymerisation von 2-Chlor-1 ,3-butadien (Chlo- ropren), wobei die Monomere hauptsächlich 1 ,4-verknüpft werden. Die Doppelbindungen in der Polymerkette des Chloropren-Kautschuks sind sowohl in trans- als auch in c/s-Stellung zu finden, wobei das Verhältnis trans/cis etwa 9:1 beträgt. Die Chloratome sind sehr reaktionsträge und tragen zur Stabilität und Beständigkeit von Polychloropren bei. In sehr geringem Maße tritt auch ein Einbau von Monomeren in 1 ,2- oder 3,4-Stellung auf.

Das langfristige Ziel der Entwicklungsbemühungen ist es daher, einen Synthesekautschuk mit Hilfe von Enzymen ex vivo herzustellen mit verbesserten Eigen- schatten entsprechend jenen des natürlichen Kautschuks.

Die internationale Patentanmeldung WO 86/06095 beschreibt ein Verfahren zur enzymatischen Herstellung von Copolymeren durch Umsetzung eines Reaktionsgemisches enthaltend allylisches Diphosphat, Isopentenyldiphosphat und ein weiteres polymerisierbares Monomer in Anwesenheit einer Prenyltransferase. Als weitere polymerisierbare Monomere werden Butadien, Styrol, Acrylnitril und Ethen vorgeschlagen, jedoch keine halogenierten Monomere.

Das Dokument Heaps und Poulter ( The Journal of Organic Chemistry, 201 1 , Vol. 76, Nr. 6, Seiten 1838-1843) offenbart die Verwendung von 3-Chlor- Butenyldiphosphat als Elongationssubstrat für das Enzym Farnesyldiphosphatsynthase (FPPase). Die FPPase ist als ein Enzym bekannt, das die Addition von Dimethylallyldiphosphat (DMAPP) und Isopentenyldiphosphat (IPP) zu Geranyldiphosphat (GPP) sowie die Addition eines zweiten Moleküls IPP an GPP synthetisiert, um Farnesyldiphosphat (FPP) zu erhalten, einem Molekül mit 15 Kohlenstoffatomen. Bei der im Dokument Heaps und Poulter beschriebenen Reaktion unter Verwendung von 3-Chlor- Butenyldiphosphat als Elongationssubstrat fügt die Farnesyldiphosphatsynthase nur eine einzige Monomereinheit des 3-Chlor-Butenyldiphosphats an Geranyldiphosphat oder Dimethylallyldiphosphat an. Bei der Reaktion war kein IPP anwesend.

Aufgabe der Erfindung

Die technische Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist es, Derivate von Isopren- diphosphaten mit Hilfe von Enzymen zu polymerisieren bzw. entsprechende Polymere enzymatisch herzustellen.

Beschreibung der Erfindung

Die technische Aufgabe wird in einem ersten Aspekt gelöst durch ein Verfahren zur enzymatischen Verkettung von Monomeren enthaltend die Schritte:

a) Verketten von Monomeren mit der Formel (I) wobei X ein Halogenatom und O-PP, eine Diphosphatgruppe ist,

und optional von Isopentenyldiphosphat (IPP) als weiterem Monomer,

wobei die Monomere mit einer Prenyltransferase und einem allylischen

Diphosphat als Startersubstrat in Anwesenheit zweiwertiger Ionen in Kontakt gebracht werden;

b) Erhalten von Produkten mit Molekülketten, die Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (II) dargestellt werden:

wobei X wie oben definiert ist, und

optional, wobei die Molekülketten zusätzlich Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (III) dargestellt werden:

(III) c) optional, Abspalten der Diphosphatgruppen von den in b) erhaltenen Produkten;

mit der Maßgabe, dass, wenn Isopentenyldiphosphat nicht als weiteres Monomer in der Reaktion eingesetzt wird

- und wenn X Brom ist, die Produkte mit Molekülketten mehr als 2

Monomereinheiten mit der Formel (II) aufweisen;

- und wenn X Chlor ist, die Produkte mit Molekülketten mehr als 1

Monomereinheit mit der Formel (II) aufweisen;

und

mit der Maßgabe, dass, wenn Isopentenyldiphosphat als weiteres Monomer in der Reaktion eingesetzt wird, der Anteil der Produkte mit Molekülketten, die mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (II) und mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (III) aufweisen, mindestens 0,1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf das Trockengewicht beträgt.

Isopentenyldiphosphat weist fol ende Formel (IX) auf

Isopentenyldiphosphat wird auch Isopentenylpyrophosphat genannt oder abgekürzt mit„IPP" bezeichnet.

In einer Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens werden Produkte mit Molekülketten erhalten, die Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (II) dargestellt werden:

wobei X wie oben definiert ist, und wobei die Molekülketten zusätzlich

Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (III) dargestellt werden:

nämlich dann wenn Isopentenyldiphosphat in der Reaktionsmischung vorhanden ist.

In einer alternativen Ausführungsform des erfindungsgemäßen Verfahrens werden Produkte mit Molekülketten erhalten, die lediglich Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (II) dargestellt werden:

wobei X wie oben definiert ist, und die Molekülketten keine Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (III) dargestellt werden:

l).

nämlich dann wenn Isopentenyldiphosphat in der Reaktionsmischung nicht enthaltend ist.

In einem zweiten Aspekt stellt die vorliegende Erfindung ein Verfahren bereit zur enzymatischen Herstellung von Produkten durch Umsetzen eines Reaktionsgemisches enthaltend allylisches Diphosphat als Startersubstrat und 3- Halo-3-Butenyl-1 -Diphosphat als Monomer zur Elongation in Anwesenheit einer Prenyltransferase und zweiwertiger Ionen, wobei optional zusätzlich Isopentenyldiphosphat als weiteres Monomer zur Elongation in dem Reaktionsgemisch enthalten sein kann, mit der Maßgabe, dass, wenn Isopentenyldiphosphat nicht als weiteres Monomer eingesetzt wird und

- wenn X Brom ist, die Produkte mit Molekülketten mehr als 2

Monomereinheiten mit der Formel (II) aufweisen;

- wenn X Chlor ist, die Produkte mit Molekülketten mehr als 1

Monomereinheit mit der Formel (II) aufweisen; und mit der Maßgabe, dass, wenn Isopentenyldiphosphat als weiteres Monomer in der Reaktion eingesetzt wird, der Anteil der Produkte, die mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (II) und mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (III) aufweisen, mindestens 0,1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf das Trockengewicht beträgt.

In bevorzugter Weise werden dabei Produkte erhalten, die im Elongationsbereich des gebildeten Moleküls, insbesondere des Polymermoleküls, mindestens eine 3- Halo-But-2-en-Einheit, und optional mindestens eine Isopren-Einheit enthalten.

Weiterhin stellt die vorliegende Erfindung in einem dritten Aspekt ein Verfahren bereit zur enzymatischen Herstellung von Produkten, enthaltend die Schritte: a) Umsetzen eines Reaktionsgemisches enthaltend allylisches Diphosphat als Startermolekül und Monomere mit der Formel (I) als Elongationssubstrat

wobei X ein Halogenatom und O-PP, eine Diphosphatgruppe ist, und optional von Isopentenyldiphosphat als weiterem Monomer in Anwesenheit einer Prenyltransferase und zweiwertiger Ionen;

b) Erhalten von Produkten mit Molekülketten, die Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (II) dargestellt werden:

wobei X wie oben definiert ist, und

optional, wobei die Molekülketten zusätzlich Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (III) dargestellt werden:

(H l) c) optional : Abspalten der Diphosphatgruppe von den in b) erhaltenen

Produkten ; mit der Maßgabe, dass, wenn Isopentenyldiphosphat nicht als weiteres Monomer in der Reaktion eingesetzt wird und - wenn X Brom ist, die Produkte mit Molekülketten mehr als 2

Monomereinheiten mit der Formel (I I) aufweisen ;

- wenn X Chlor ist, die Produkte mit Molekülketten mehr als 1

Monomereinheit mit der Formel (I I) aufweisen ; und mit der Maßgabe, dass, wenn Isopentenyldiphosphat als weiteres Monomer in der Reaktion eingesetzt wird, der Anteil der Produkte, die mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (I I) und mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (I I I) aufweisen, mindestens 0, 1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf das Trockengewicht beträgt. Nachfolgend werden die bevorzugten Ausführungsformen zu dem ersten, zweiten und dritten Aspekt der vorliegenden Erfindung erläutert.

In einer bevorzugten Ausführungsform werden durch das erfindungsgemäße Verfahren Produkte mit der Formel (IV) erhalten

wobei R ¹ der Rest eines allylischen Startersubstrats ist, A die Monomereinheit [CH ₂ -C(X)=CH-CH ₂ ] und B die Monomereinheit [CH ₂ -C(CH ₃ )=CH-CH ₂ ] darstellt, wobei X ein Halogenatom, O-PP, eine Diphosphatgruppe oder durch O-H ersetzt ist, n eine ganze Zahl von 1 bis 30000 und m eine ganze Zahl von 0 bis 30000 ist, wobei die Summe von n und m eine ganze Zahl von 1 bis 30000 ist, wobei, wenn m nicht 0 ist, die Monomereinheiten A und B in ihrer Anordnung statistisch verteilt sind oder A-O-PP, endständig angeordnet ist, mit der Maßgabe, dass, wenn m = 0 ist, und

- wenn X ein Bromatom ist, n größer als 2 ist oder

- wenn X ein Chloratom ist, n größer als 1 ist. Wenn m = 0 ist, dann werden die Monomereinheiten A in cis-Stellung miteinander verknüpft. Wenn m nicht 0 ist, dann werden die Monomereinheiten A und B in cis- Stellung verknüpft.

Der Substituent R ¹ in der Formel (IV), der den Rest des allylischen Startersubstrats darstellt, weist bevorzugt die folgende allgemeine Formel (VIII) auf:

wobei R ³ Methyl oder Halogen, R ⁴ Halogen oder Wasserstoff ist und R ² ausgewählt ist aus der Gruppe enthaltend vorzugsweise Prenyl-, Geranyl-, Farnesylgruppe, die weitere Substituenten bzw. funktionelle Gruppen aufweisen können.

Weiterhin ist bevorzugt, dass zusätzlich Isopentenyldiphosphat als weiteres Monomer bei der Reaktion anwesend ist. Damit stehen der Prenyltransferase bei der Polymerisierung mindestens zwei verschiedene Monomere zur Kettenverlängerung bereit, so dass im Elongationsbereich des von der Prenyltransferase erzeugten Moleküls, insbesondere eines Polymermoleküls, mindestens zwei verschiedene Monomere eingebaut werden, das als Copolymer bezeichnet werden kann.

In einem bevorzugten Verfahren werden daher Produkte mit Molekülketten erhalten, die in denselben Molekülketten Monomereinheiten der Formeln (II) und (III) enthalten:

wobei X ein Halogenatom ist, und

Ein einem alternativen bevorzugten Verfahren wird Isopentenyldiphosphat bei der Reaktion nicht verwendet und die Produkte enthalten Monomereinheiten, die durch die Formel (II) dargestellt sind:

wobei X ein Halogenatom ist.

In einem weiteren bevorzugten Verfahren ist mindestens bei 0,1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf das Trockengewicht der Produkte die Zahl der Monomereinheiten, die durch die Formel (II) dargestellt werden, eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8, insbesondere 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8.

Insbesondere ist in einem weiteren Verfahren bevorzugt, dass mindestens bei 0,1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf das Trockengewicht der Produkte die Zahl der Monomereinheiten im Elongationsbereich eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8, besonders bevorzugt 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8.

In einem alternativen bevorzugten Verfahren ist mindestens bei 0,1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf das Trockengewicht der Produkte die Zahl der Monomereinheiten mit der Formel (II) und Formel (III) in der gleichen Molekülkette insgesamt eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8. Dabei besteht der genannte Anteil der Produkte aus Molekülketten, die jeweils mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (II) und mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (III) aufweisen.

Weiterhin ist bevorzugt, dass X ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Fluor, Chlor, Brom und lod. Damit wird in bevorzugten Verfahren das Monomer ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus 3-Brom-3-Butenyldiphosphat, 3-Chlor- 3-Butenyldiphosphat, 3-Fluor-3-Butenyldiphosphat und 3-lod-3-Butenyl- diphosphat.

In einem weiteren bevorzugten Verfahren ist die Prenyltransferase (Prenyl- diphosphatsynthase) eine c/s-Prenyltransferase.

Insbesondere ist die Prenyltransferase in der Lage, bei Verwendung des Elongationssubstrates Isoprenyldiphosphat und Farnesyldiphosphat als Startersubstrat Produkte, insbesondere Polymere, mit einer Kettenlänge von mindestens C ₂ o zu synthetisieren, vorzugsweise mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis Ci5oooo, bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis C ₅ ooo, weiter bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis d ₂₀ , weiter bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂₀ bis C ₉₀ , besonders bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂₀ bis Cssinsbesondere bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂₀ bis C ₆ 5, und am meisten bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂₀ bis C ₅ 5-

Insbesondere wird die Prenyltransferase (Prenyldiphosphatsynthase) ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus E. coli Undecaprenyldiphosphatsynthase (EcUPPS, EC: 2.5.1 .31 ; SEQ ID NO: 1 ), Thermococcus kodakaraensis cis- Prenyltransferase (ThkCPT, EC: 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 2), Micrococcus luteus Undecaprenyldiphosphatsynthase (MIUPPS, EC: 2.5.1 .31 ; SEQ ID NO: 3), Mycobacterium tuberculosis Undecaprenyldiphosphatsynthase (MtUPPS, EC: 2.5.1 .86 und 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 4), Helicobacter pylori Undecaprenyldiphosphatsynthase (HpUPPS, EC: 2.5.1 .31 ; SEQ ID NO: 5), menschliche Dehydrodolichyldiphosphat-Synthase (EC: 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 6), und Kautschuk-Synthasen, insbesondere bevorzugt aus Hevea brasiliensis (EC 2.5.1 .20; SEQ I D NO: 7) und Taraxacum koksaghyz (EC 2.5.1 .20; SEQ I D NO: 8), Dehydrodolichyldiphosphat-Synthase aus Arabidopsis thaliana (EC 2.5.1 .87; SEQ I D NO: 9) eingesetzt.

Als weitere Prenyltransferasen, die für die vorliegende Erfindung verwendet werden können, sind Geranyldiphosphatsynthase, Farnesyldiphosphatsynthase, Geranylgeranyldiphosphatsynthase, Geranylfarnesyldiphosphatsynthase und Hexaprenyldiphosphatsynthase, Octaprenyldiphosphatsynthase usw. zu nennen.

Insbesondere wird ein Verfahren bevorzugt, wobei das allylische Diphosphat 1 , 1 - Dimethylallyldiphosphat, Geranyldiphosphat, Farnesyldiphosphat, Geranylgeranyldiphosphat, Neryldiphosphat oder eine Verbindung ist, die eine allylische Diphosphatendgruppe oder ein funktionalisiertes allylisches Diphosphat enthält, insbesondere (2E,6E)-8-O-(/V-methyl-2-aminobenzoyl)-3,7-dimethyl-2,6- octandien-1 -diphosphat (110).

In einem weiteren bevorzugten Verfahren sind die zweiwertigen Ionen Metallionen, bevorzugt Mg ²⁺ , Mn ²⁺ oder Co ²⁺ und besonders bevorzugt Mg ²⁺ .

Weiterhin ist bevorzugt, dass das Verfahren bei einer Temperatur von 0 °C bis 120 °C, bevorzugt von 0 °C bis 1 00 °C, weiter bevorzugt von 1 0 bis 70 °C, noch weiter bevorzugt von 20 bis 70 °C, und besonders bevorzugt im Bereich der optimalen Reaktionstemperatur der Enzyme durchgeführt wird. Die vorliegende Erfindung stellt zudem Produkte mit der Formel (IV) bereit:

wobei R ¹ der Rest eines allylischen Startersubstrats ist, A die Monomereinheit [CH ₂ -C(X)=CH-CH ₂ ] und B die Monomereinheit [CH ₂ -C(CH ₃ )=CH-CH ₂ ] darstellt, wobei X ein Halogenatom, O-PP, eine Diphosphatgruppe oder durch O-H ersetzt ist, n eine ganze Zahl von 1 bis 30000 und m eine ganze Zahl von 0 bis 30000 ist, wobei die Summe von n und m eine ganze Zahl von 1 bis 30000 ist, wobei, wenn m nicht 0 ist, die Monomereinheiten A und B in ihrer Anordnung statistisch verteilt sind oder A-O-PP, endständig angeordnet ist, mit der Maßgabe, dass, wenn m = 0 ist, und - wenn X ein Bromatom ist, n größer als 2 ist oder - wenn X ein Chloratom ist, n größer als 1 ist. Die Definition für R ¹ wurde bereits oben erläutert.

Wenn m = 0 ist, dann sind die Monomereinheiten A in cis-Stellung miteinander verknüpft. Wenn m nicht 0 ist, dann sind die Monomereinheiten A und B in cis- Stellung verknüpft.

Insbesondere ist bevorzugt, dass m = 0 ist. In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform des Produktes ist m = 0 und n ist eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8, insbesondere 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8.

Weiterhin stellt die vorliegende Erfindung Produkte mit der Formel (V) bereit:

(V),

wobei X ein Halogenatom, O-PP, eine Diphosphatgruppe oder durch O-H ersetzt ist, o eine ganze Zahl von 1 bis 6, p eine ganze Zahl von 1 bis 30000 und q eine ganze Zahl von 0 bis 30000 ist, wobei die Summe von p und q eine ganze Zahl von 1 bis 30000 ist, wobei, wenn q nicht 0 ist, die mit p und q bezeichneten Monomereinheiten in ihrer Anordnung statistisch verteilt sind oder die mit p bezeichnete Monomereinheit mit O-PP, endständig angeordnet ist, mit der Maßgabe, dass, wenn q = 0 ist, und - wenn X ein Bromatom ist, p größer als 2 ist oder

- wenn X ein Chloratom ist, p größer als 1 ist.

Bevorzugt ist o 1 , 2 oder 3, besonders bevorzugt 2 oder 3, und insbesondere 2. In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform des Produktes ist q = 0 und p ist eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8, insbesondere 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8.

Die Erfindung stellt zudem Produkte mit der Formel (VI) bereit:

(VI), wobei X ein Halogenatom, O-PP, eine Diphosphatgruppe oder durch O-H ersetzt ist, r eine ganze Zahl von 1 bis 6 und s eine ganze Zahl von 1 bis 30000 ist, mit der Maßgabe, dass,

- wenn X ein Bromatom ist, s größer als 2 ist oder - wenn X ein Chloratom ist, s größer als 1 ist.

Bevorzugt ist r 1 , 2 oder 3, besonders bevorzugt 2 oder 3 und insbesondere 2.

In einer weiteren bevorzugten Ausführungsform des Produktes ist s eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8, insbesondere 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8.

Die Erfindung stellt weiterhin die Verwendung von Prenyltransferasen zur Herstellung von Produkten mit Molekülketten bereit, die Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (II) dargestellt werden:

wobei X ein Halogenatom ist, und

optional, wobei die Molekülketten zusätzlich Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (III) dargestellt werden:

(H l). mit der Maßgabe, dass, wenn die Monomereinheiten mit der Formel (III) nicht enthalten sind

- und wenn X Brom ist, die Produkte mit Molekülketten mehr als 2

Monomereinheiten mit der Formel (II) aufweisen;

- und wenn X Chlor ist, die Produkte mit Molekülketten mehr als 1

Monomereinheit mit der Formel (II) aufweisen;

und

mit der Maßgabe, dass, wenn die Monomereinheiten mit der Formel (III) enthalten ist, der Anteil der Produkte mit Molekülketten, die mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (II) und mindestens eine Monomereinheit mit der Formel (III) aufweisen, mindestens 0,1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf das Trockengewicht beträgt.

In einer bevorzugten Verwendung werden Produkte mit Molekülketten erhalten, die in denselben Molekülketten Monomereinheiten der Formel (II) und (III) enthalten:

wobei X ein Halogenatom ist,

und

In einer weiteren bevorzugten Verwendung ist mindestens bei 0, 1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf das Trockengewicht der Produkte die Zahl der Monomereinheiten eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 1 0000, 2 bis 5000, 2 bis 1 000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 1 0, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 1 0000, 3 bis 5000, 3 bis 1 000, 3 bis 500, 3 bis 1 00, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 1 0, 3 bis 8, insbesondere 3 bis 30000, 3 bis 1 0000, 3 bis 5000, 3 bis 1 000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 1 0, 3 bis 8.

Die Erfindung stellt zudem die Verwendung von Prenyltransferasen zur Herstellung von Produkten mit der Formel (IV) bereit wobei R ¹ der Rest eines allylischen Startersubstrats ist, A die Monomereinheit [CH ₂ -C(X)=CH-CH ₂ ] und B die Monomereinheit [CH ₂ -C(CH ₃ )=CH-CH ₂ ] darstellt, wobei X ein Halogenatom, O-PP, eine Diphosphatgruppe oder durch O-H ersetzt ist, n eine ganze Zahl von 1 bis 30000 und m eine ganze Zahl von 0 bis 30000 ist, wobei die Summe von n und m eine ganze Zahl von 1 bis 30000 ist, wobei, wenn m nicht 0 ist, die Monomereinheiten A und B in ihrer Anordnung statistisch verteilt sind oder A-O-PP, endständig angeordnet ist mit der Maßgabe, dass, wenn m = 0 ist, und

- wenn X ein Bromatom ist, n größer als 2 ist oder - wenn X ein Chloratom ist, n größer als 1 ist.

Wenn m = 0 ist, dann werden die Monomereinheiten A in cis-Stellung miteinander verknüpft. Wenn m nicht 0 ist, dann werden die Monomereinheiten A und B in cis- Stellung verknüpft. Dabei ist bevorzugt, dass m = 0 ist. In einer weiteren bevorzugten Verwendung ist m = 0 und n ist eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8, insbesondere 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8.

Die vorliegende Erfindung stellt weiterhin die Verwendung von Prenyltransferasen zur Herstellung von Produkten mit der Formel (V) bereit:

(V), wobei X ein Halogenatom, O-PP, eine Diphosphatgruppe oder durch O-H ersetzt ist und o eine ganze Zahl von 1 bis 6, p eine ganze Zahl von 1 bis 30000 und q eine ganze Zahl von 0 bis 30000 ist, wobei die Summe von p und q eine ganze Zahl von 1 bis 30000 ist, und

wobei, wenn q nicht 0 ist, die mit p und q bezeichneten Monomereinheiten in ihrer Anordnung statistisch verteilt sind oder die mit p bezeichnete Monomereinheit zusammen mit O-PP, endständig angeordnet ist,

mit der Maßgabe, dass, wenn q = 0 ist, und

- wenn X ein Bromatom ist, p größer als 2 ist oder

- wenn X ein Chloratom ist, p größer als 1 ist.

In einer weiteren bevorzugten Verwendung ist q = 0 und p ist eine ganze Zahl von

2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000,

3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8, insbesondere 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8.

Insbesondere stellt die Erfindung die Verwendung von Prenyltransferasen zur Herstellung von Produkten mit der Formel (VI) bereit:

wobei X ein Halogenatom, O-PP, eine Diphosphatgruppe oder durch O-H ersetzt ist, r eine ganze Zahl von 1 bis 6 und s eine ganze Zahl von 1 bis 30000 ist, mit der Maßgabe, dass,

- wenn X ein Bromatom ist, s größer als 2 ist oder

- wenn X ein Chloratom ist, s größer als 1 ist. In einer weiteren bevorzugten Verwendung ist s eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8, 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8, insbesondere 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8.

Bevorzugt ist X ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Fluor, Chlor, Brom und lod. Weiter bevorzugt ist die die Prenyltransferase eine c/s-Prenyltransferase ist. Insbesondere ist die Prenyltransferase eine Prenyldiphosphatsynthase ist, die dadurch gekennzeichnet ist, dass diese bei Verwendung des Elongationssubstrates Isoprenyldiphosphat und Farnesyldiphosphat als Startersubstrat Produkte mit einer Kettenlänge von mindestens C ₂ o synthetisieren, vorzugsweise mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis C-isoooo, bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis C ₅ ooo, weiter bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis Ci2o, weiter bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂₀ bis C ₉₀ , besonders bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂₀ bis C ₈ 5, insbesondere bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂₀ bis C ₆ 5, und am meisten bevorzugt mit einer Kettenlänge von

Noch weiter bevorzugt ist die Prenyltransferase ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus E. coli Undecaprenyldiphosphatsynthase (EcUPPS, EC: 2.5.1 .31 ; SEQ ID NO: 1 ), Thermococcus kodakaraensis c/s-Prenyltransferase (ThkCPT, EC: 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 2), Micrococcus luteus Undecaprenyldiphosphatsynthase (MIUPPS, EC: 2.5.1 .31 ; SEQ ID NO: 3), Mycobacterium tuberculosis Undecaprenyldiphosphatsynthase (MtUPPS, EC: 2.5.1 .86 und 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 4), Helicobacter pylori Undecaprenyldiphosphatsynthase (HpUPPS, EC: 2.5.1 .31 ; SEQ ID NO: 5), menschliche Dehydrodolichyldiphosphat- Synthase (EC: 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 6), und Kautschuk-Synthasen, insbesondere bevorzugt aus Hevea brasiliensis (EC 2.5.1 .20; SEQ ID NO: 7) und Taraxacum koksaghyz (EC 2.5.1 .20; SEQ ID NO: 8), und Dehydrodolichyldiphosphat- Synthase aus Ärabidopsis thaliana (EC 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 9). Beschreibung der Abbildungen

Abbildung 1 zeigt Fotographien von mit Coomassie®-Brilliant Blau gefärbten 14%igen Gelen einer SDS-PAGE mit Proben aus der EcUPPS-Proteinreinigung (A) bzw. aus der ThkCPT-Proteinreinigung (B). A: 1 : Bakterienlysat vor der Induktion mit IPTG; 2: Bakterienlysat nach der Induktion mit IPTG; 3: unlösliche Be- standteile; 4: Bakterienlysat mit löslichen Proteinen; 5: Proteine, die nicht an die Metallaffinitätssäule gebunden haben; 6: Eluat der Affinitätschromatographie mit gereinigtem Protein; 7: entsalzte Proteinfraktion nach PD10-Säule; M: Marker.

Abbildung 2 zeigt Fotographien von mit Coomassie®-Brilliant Blau gefärbten 14%igen Gelen einer SDS-PAGE mit Proben aus der Proteinreinigung der UPPS aus Micrococcus luteus (A), Mycobacterium tuberculosis (B) und Helicobacter pylori (C); (A): MIUPPS; M: Proteingrößenstandard (10-130 kDa); 1 : Rohextrakt nach Induktion mit IPTG; 2: Protein nach Metall-Affinitätschromatographie- Reinigung und Entsalzung. (B) MtUPPS: M: Proteingrößenstandard (10-130 kDa); 1 : Rohextrakt nach Induktion mit IPTG; 2: Rohextrakt ohne Prenyltransferase MtUPPS nach Auftragen über die Ni ²⁺ -Säule; 3: Protein nach Metall- Affinitätschromatographie-Reinigung und Entsalzung; (C) UPPS aus Helicobacter pylori. M Proteingrößenstandard (10-130 kDa); 1 : Rohextrakt vor Induktion mit IPTG; 2: Rohextrakt nach Induktion und Inkubation mit IPTG; 3: Protein nach Metall-Affinitätschromatographie-Reinigung und Entsalzung. Abbildung 3 zeigt die Aktivitäten der verschiedenen c/s-Prenyltransferasen hinsichtlich der Umsetzung von FPP mit IPP. Als Negativkontrolle diente ein Ansatz ohne Enzym (nicht dargestellt). Es wurden folgende eis- Prenyltransferasen verwendet: Undecaprenyldiphosphatsynthase (LIPPS) aus Escherichia coli (EcUPPS), aus Micrococcus luteus (MIUPPS), LIPPS aus Mycobacterium tuberculosis (MtUPPS) und LIPPS aus Helicobacter pylori (HpUPPS). Abbildung 4 zeigt die Aktivitäten der verschiedenen c/s-Prenyltransferasen hinsichtlich der Umsetzung von FPP mit CI-BPP. Als Negativkontrolle diente ein Ansatz ohne Enzym (nicht dargestellt). Folgende cis-Prenyltransferasen wurden verwendet: Undecaprenyldiphosphatsynthase (UPPS) aus Escherichia coli (EcUPPS), aus Micrococcus luteus (MIUPPS), UPPS aus Mycobacterium tuberculosis (MtUPPS) und UPPS aus Helicobacter pylori (HpUPPS).

Abbildung 5 zeigt die artifiziellen Startersubstrate der EcUPPS von oben nach unten abnehmend geordnet nach ihrer relativen katalytischen Effizienz der EcUPPS mit dem jeweiligen Startersubstrat in Bezug zu dem natürlichen Substrat FPP. Abbildung 6 zeigt die getesteten artifiziellen Substrate, die von der EcUPPS nicht akzeptiert werden.

Abbildung 7 zeigt ein HPL-Chromatogramm der Produkte der ThkCPT mit 110 und den Elongationssubstraten Br-BPP (gestrichelte Linie) und CI-BPP (durchgezogene Linie). Die Detektion erfolgte über Fluoreszenz bei Ex 352 nm/Em 420 nm. Die Inkubationstemperatur betrug 25 °C.

Abbildung 8 zeigt ein HPL-Chromatogramm der Produkte der ThkCPT mit 110 und den Elongationssubstraten Br-BPP (gestrichelte Linie) und CI-BPP (durchgezogene Linie). Die Detektion erfolgte über Fluoreszenz bei Ex 352 nm/Em 420 nm. Die Inkubationstemperatur betrug 65 °C. Abbildung 9 zeigt HPL-Chromatogramme der Produkte der ThkCPT mit 110 und den Elongationssubstraten IPP (obere Abbildung), CI-BPP im Gemisch mit IPP im Verhältnis 1 :10 (mittlere Abbildung) und Br-BPP im Gemisch mit IPP im Verhältnis 1 :10. Die Detektion erfolgte über Fluoreszenz bei Ex 352 nm/Em 420 nm.

Detaillierte Beschreibung der Erfindung Die vorliegende Erfindung betrifft Verfahren gemäß dem ersten, zweiten und dritten Aspekt. Insbesondere betrifft die vorliegende Erfindung ein Verfahren zur enzymatischen Verkettung von Monomeren (erster Aspekt), enthaltend die Schritte: a) Verketten von Monomeren mit der Formel (I) wobei X ein Halogenatom und O-PP, eine Diphosphatgruppe ist, und optional von Isopentenyldiphosphat als weiterem Monomer, wobei die Monomere mit einer Prenyltransferase und einem allylischen Diphosphat als Startersubstrat in Anwesenheit zweiwertiger Ionen in Kontakt gebracht werden; b) Erhalten von Produkten mit Molekülketten, die Monomereinheiten enthalten, die durch die Formeln (II) dargestellt werden:

wobei X wie oben definiert ist, und optional, wobei die Molekülketten zusätzlich Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (III) dargestellt werden:

c) optional: Abspalten der Diphosphatgruppe von den in b) erhaltenen

Produkten.

In einem zweiten Aspekt stellt die vorliegende Erfindung ein Verfahren zur enzymatischen Herstellung von Produkten, insbesondere von Polymeren, bereit, durch Umsetzen eines Reaktionsgemisches enthaltend allylisches Diphosphat als Startersubstrat und 3-Halo-3-Butenyl-1 -Diphosphat als Monomer zur Elongation, in Anwesenheit einer Prenyltransferase und zweiwertiger Ionen, wobei optional zusätzlich Isopentenyldiphosphat als weiteres Monomer zur Elongation in dem Reaktionsgemisch enthalten sein kann.

In einem dritten Aspekt stellt die vorliegende Erfindung ein Verfahren bereit zur enzymatischen Herstellung von Produkten, insbesondere von Polymeren, enthaltend die Schritte: a) Umsetzen eines Reaktionsgemisches enthaltend allylisches Diphosphat als Startermolekül und Monomere mit der Formel (I) als Elongationssubstrat

wobei X ein Halogenatom und O-PP, eine Diphosphatgruppe ist, und optional von Isopentenyldiphosphat als weiterem Monomer in Anwesenheit einer Prenyltransferase und zweiwertiger Ionen; b) Erhalten von Produkten mit Molekülketten, die Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (II) dargestellt werden:

wobei X wie oben definiert ist, und optional, wobei die Molekülketten zusätzlich Monomereinheiten enthalten, die durch die Formel (III) dargestellt werden:

c) optional: Abspalten der Diphosphatgruppe von den in b) erhaltenen

Produkten. Definitionen

Bei den durch die erfindungsgemäßen Verfahren hergestellten Produkten handelt es sich um Substanzen mit linearen Molekülketten. Je nach Länge der Ketten, d.h. je nach der Anzahl der in den Ketten enthaltenen Monomereinheiten spricht man in der Regel von Oligomeren, Multimeren oder Polymeren. Die Produkte gemäß der vorliegenden Erfindung, also Oligomere, Multimere und Polymere, liegen in der Regel als Gemisch von Molekülen mit unterschiedlichen Kettenlängen vor. Allerdings kann ein Teil oder gar der Großteil der Produkte gerade aufgrund ihrer enzymatischen Herstellung aus einer oder wenigen Molekülspezies bzw. Molkülketten mit jeweils gleicher Kettenlänge bestehen. Die Produkte können dabei in wässriger Lösung oder in einem organischem Lösungsmittel verdünnt vorliegen, aufkonzentriert sein oder sie werden als Feststoff bereitgestellt.

Die gemäß der Verfahren der vorliegenden Erfindung hergestellten bzw. bereitge- stellten Produkte werden im Rahmen dieser Anmeldung auch als„Produkte mit Molekülketten" bezeichnet. Dabei handelt es sich um lineare Molekülketten, mit einer 1 ,4-Verknüpfung der Monomereinheiten, insbesondere in c/s-Stellung. Im Rahmen dieser Anmeldung können die gemäß der Verfahren der vorliegenden Erfindung hergestellten bzw. bereitgestellten Produkte auch als Polymere be- zeichnet werden. Als Polymer im Sinne der vorliegenden Erfindung wird ein Stoff verstanden, der aus Molekülen besteht, die durch eine Sequenz einer oder mehrerer Arten von Monomereinheiten gekennzeichnet sind. Diese Moleküle liegen innerhalb eines bestimmten Molekulargewichtsbereichs, wobei die Unterschiede beim Molekulargewicht im Wesentlichen auf die Unterschiede in der Zahl der Mo- nomereinheiten zurückzuführen sind. Ein Polymer enthält Polymermoleküle, wobei ein Polymermolekül definiert ist als ein Molekül, das eine Folge von mindestens drei Monomereinheiten enthält, die zumindest mit einer weiteren Monomereinheit bzw. einem sonstigen Reaktionsmittel eine kovalente Bindung eingegangen sind. Im Rahmen dieser Definition ist unter einer„Monomereinheit" die ge- bundene Form eines Monomers in einem Polymer zu verstehen. Eine "Sequenz" ist eine durchgehende Folge von Monomereinheiten innerhalb des Moleküls, die kovalent miteinander verbunden sind und von anderen Einheiten als den Mono- mereinheiten nicht unterbrochen werden. Der Begriff "sonstiges Reaktionsmittel" bezieht sich auf ein Molekül, das mit einem oder mehreren Sequenzen von Monomereinheiten verbunden werden kann, das aber unter den relevanten Reaktionsbedingungen, die für die Polymerbildung verwendet werden, nicht als Mono- mer angesehen werden kann.

Insbesondere wird als Polymer im Sinne der vorliegenden Erfindung eine Substanz verstanden, deren Struktur durch die allgemeine Formel -R-R-R- dargestellt werden kann, wobei„-R-" zweiwertige Radikale sind, die im Allgemeinen als solche nicht unabhängig existieren können. Bei den Polymeren gemäß der Erfindung handelt es sich insbesondere um Polymere, die durch eine Additionsreaktion oder Anlagerungsreaktion bereitgestellt werden können. Andererseits, diese Polymermoleküle können durch Hitzeeinwirkung in ein Monomer mit der gleichen Zusammensetzung wie die Struktureinheit -R- der Molekülkette umgewandelt werden (W.H. Carothers, J. Am. Chem. Soc, 51 , 2548-2559 (1929)). Die bei der vorliegenden Erfindung verwendeten Prenyltransferasen benötigen zur Bildung eines Polymermoleküls ein Startersubstrat und ein oder mehrere Monomermoleküle. Das erste Monomer wird an das jeweilige Startersubstrat kovalent gebunden und die weiteren Monomere an das jeweils zuletzt angebundene Monomer angefügt. Der Begriff „Monomereinheit" bezieht sich auf den Teil des Moleküls, der ausgehend von dem Startersubstrat durch die Prenyltransferase an das Startersubstrat kovalent angefügt wird. Dieser Bereich des Moleküls wird mit dem Begriff „Elongationsbereich" bezeichnet. Der Elongationsbereich erstreckt sich nicht auf den Teil des Polymermoleküls, der sich vom Startersubstrat ableitet. Die in dieser Anmeldung genannte Zahl an in dem Polymer bzw. in dem Polymermolekül bzw. in dem Produkt mit Molekülketten vorhandenen Monomereinheiten bezieht sich auf den Elongationsbereich. Gemäß der Erfindung enthält der Elongationsbereich des Polymers bzw. des Polymermoleküls bzw. des Produktes mit Molekülketten Monomereinheiten, die durch die Formel (II) dargestellt werden:

wobei X ein Halogenatom ist, und optional Monomereinheiten, die durch die Formel (III) dargestellt werd

In einem bevorzugten Verfahren bzw. einer bevorzugten Ausführungsform des Polymers bzw. des Polymermoleküls bzw. des Produktes mit Molekülketten liegen die Monomereinheiten im Elongationsbereich in 1 ,4- Verknüpfung vor. In einem weiteren bevorzugten Verfahren bzw. einer bevorzugten Ausführungsform liegen die Monomereinheiten im Elongationsbereich in c/s-Konfiguration vor.

Bei allen drei von der Erfindung zur Verfügung gestellten Verfahren ist bevorzugt, dass mindestens bei 0,1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf die Trockensubstanz des Produktes oder Polymers die Zahl der Monomereinheiten eine ganze Zahl von 2 bis 30000, 2 bis 10000, 2 bis 5000, 2 bis 1000, 2 bis 500, 2 bis 100, 2 bis 50, 2 bis 30, 2 bis 20, 2 bis 10, 2 bis 8 ist. Weiter bevorzugt ist mindestens bei 0,1 Gew.-%, bevorzugt mindestens 1 Gew.-% bezogen auf die Trockensubstanz des Produktes oder Polymers die Zahl der Monomereinheiten eine ganze Zahl von 3 bis 30000, 3 bis 10000, 3 bis 5000, 3 bis 1000, 3 bis 500, 3 bis 100, 3 bis 50, 3 bis 30, 3 bis 20, 3 bis 10, 3 bis 8.

Effekte und Vorteile der vorliegenden Erfindung

Die vorliegende Erfindung befasst sich insbesondere mit artifiziellen Verlängerungssubstraten und deren Einbau in Polymere durch entsprechende Prenyltransferasen. Bei den im Rahmen der vorliegenden Erfindung durchgeführten Versuche wurden eine Reihe bekannter c/s-Prenyltransferasen (CPT) aus dem Bereich der Mittel- und Langketten-c/s-Prenyltransferasen über Gensynthese und optimierte Expression in E. coli biosynthetisiert. Die Expression löslicher Enzyme ist bisher hauptsächlich bei den Mittelketten-c/s- Prenyltransferasen gelungen. So konnte die E. coli Undecaprenyldiphosphatsynthase (EcUPPS) hinsichtlich ihres Starter- und Elongationssubstratspektrums gut charakterisiert werden. Zudem ist es gelungen die c/s-Prenyltransferasen von Thermococcus kodakaraensis (ThkCPT), Mycobacterium tuberculosis, Micrococcus luteus und Helicobacter pylori zu reinigen und das Elongationssubstratspektrum mit Hilfe des MTP- Diphosphatassays zu bestimmen. Die Produkte, die von den Enzymen erzeugt werden konnten, wurden anschließend über DC, HPLC und LC/ESI-MS näher charakterisiert. Überraschenderweise wurde dabei gefunden, dass als Elongationssubstrate IPP- Derivate als Substrat von den Enzymen akzeptiert und in das wachsende Molekül eingebaut wurden, wobei die Methylgruppe des Isopentenyldiphosphats an der Position C3 durch ein Halogen substituiert ist. Insbesondere wurden die artifiziellen Substrate 3-Brom-Butenyldiphosphat (Br-BPP) und 3-Chlor- Butenyldiphosphat (CI-BPP) erfolgreich eingesetzt. Die Untersuchungen gemäß der vorliegenden Erfindung zeigen, dass alle untersuchten Enzyme 3-halogenierte Isopentenyldiphosphatderivate (z.B. CI-BPP) als Substrat verwenden können. Die Enzyme können mit den 3-halogenierten Isopentenyldiphosphatderivaten Homopolymerketten wie auch zusammen mit dem natürlichen Substrat Isopentenyldisphophat Copolymer-Ketten erzeugen.

In dem Verfahren kann jede Prenyltransferase eingesetzt werden, die ein allylisches Diphosphat als Startersubstrat und ein Monomer gemäß der Formel (I) und optional Isopentenyldiphosphat als weiteres Monomer zur Elongation des Startersubstrats akzeptiert. Dabei kann die Prenyltransferase in aufgereinigter Form vorliegen, oder in Form eines Mikroorganismus oder eines Zellextraktes desselben, der diese enzymatische Aktivität einer Prenyltransferase aufweist. Bei der Prenyltransferase kann es sich um ein natürlich vorkommendes Enzym, um eine verbesserte Mutante, um ein katalytisch aktives Fragment der Prenyltransferase oder um ein Fusionsprotein handeln, das mindestens ein katalytisch aktives Fragment der Prenyltransferase aufweist. Die Prenyltransferase kann auch an einen Träger gebunden, d. h. immobilisiert sein. Dabei wird der Träger mit der an diesem gebundenen Prenyltransferase zur Durchführung der Reaktion in der Reaktionsmischung verteilt oder die Reaktionsmischung wird zu diesem Zweck an dem Träger vorbeigeleitet. Die Prenyltransferase, auch Polyprenylsynthase oder Prenyldiphosphatsynthase genannt, ist ein Enzym, das die fortlaufende 1 -4- Verknüpfung von Isopentenyldiphosphat mit allylischen Diphosphaten als Startersubstrat katalysiert, wobei Polyprenyldiphosphate unterschiedlicher Kettenlänge entstehen. Die gemäß der Erfindung verwendete Prenyltransferase schließt damit alle Enzyme ein, das die Reaktion des kovalenten Verknüpfens einer oder mehrere Isopreneinheiten katalysiert.

In einem weiteren bevorzugten Verfahren ist die Prenyltransferase (Prenyl- diphosphatsynthase) eine c/s-Prenyltransferase.

Insbesondere ist die Prenyltransferase in der Lage bei Verwendung des Elongationssubstrates Isoprenyldiphosphat und Farnesyldiphosphat als Startersubstrat ein Polymer mit einer Kettenlänge von mindestens C ₂ o zu synthetisieren, vorzugsweise mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis C-150000, bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis Ο _δ οοο; weiter bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis C-120, weiter bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis C ₉₀ , besonders bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis C ₈ 5, insbesondere bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂ o bis C ₆ 5 und am meisten bevorzugt mit einer Kettenlänge von C ₂₀ bis C ₅ 5-

Weiterhin ist die Prenyltransferase (Prenyldiphosphatsynthase) vorzugsweise ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus E. coli Undecaprenyldiphosphatsynthase (EcUPPS, EC: 2.5.1 .31 ; SEQ ID NO: 1 ), Thermococcus kodakaraensis c/s-Prenyltransferase (ThkCPT, EC: 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 2), Micrococcus luteus Undecaprenyldiphosphatsynthase (MIUPPS, EC: 2.5.1 .31 ; SEQ ID NO: 3), Mycobacterium tuberculosis Undecaprenyldiphosphatsynthase (MtUPPS, EC: 2.5.1 .86 und 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 4), Helicobacter pylori Undecaprenyldiphosphatsynthase (HpUPPS, EC: 2.5.1 .31 ; SEQ ID NO: 5), menschliche Dehydrodolichyldiphosphat-Synthase (EC: 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 6), und Kautschuk-Synthasen, insbesondere bevorzugt aus Hevea brasiliensis (EC 2.5.1 .20; SEQ ID NO: 7) und Taraxacum koksaghyz (EC 2.5.1 .20; SEQ ID NO: 8), sowie Dehydrodolichyldiphosphat-Synthase aus Arabidopsis thaliana (EC 2.5.1 .87; SEQ ID NO: 9).

Als weitere Prenyltransferasen, die für die vorliegende Erfindung verwendet werden können, sind Geranyldiphosphatsynthase, Farnesyldiphosphatsynthase, Geranylgeranyldiphosphatsynthase, Geranylfarnesyldiphosphatsynthase und Hexaprenyldiphosphatsynthase, Octaprenyldiphosphatsynthase usw. zu nennen. In bevorzugten Ausführungsformen des erfindungsgemäßen Verfahrens werden Prenyltransferasen verwendet, die irgendeine der in den SEQ ID NOs: 1 bis 9, bevorzugt SEQ ID NOs: 1 , 2, 3 und 4, besonders bevorzugt SEQ ID NO: 2 gezeigten Aminosäuresequenzen aufweist. Wie bereits oben erläutert, können in dem erfindungsgemäßen Verfahren jegliche Enzyme verwendet werden, die die entsprechende katalytische Aktivität aufweisen. In bevorzugten Ausführungsformen des erfindungsgemäßen Verfahrens werden jeweils Varianten der oben genannten Prenyltransferasen verwendet, deren Aminosäurepositionen mindestens zu 60 %, bevorzugt mindestens zu 70 %, weiter bevorzugt mindestens zu 80 %, noch weiter bevorzugt mindestens zu 90 %, insbesondere bevorzugt zu 95 %, ganz besonders bevorzugt zu 98 % und am meisten bevorzugt zu 99 % identisch sind mit jenen in irgendeiner der Aminosäuresequenzen SEQ ID NOs: 1 bis 9, bevorzugt SEQ ID NOs: 1 , 2, 3 und 4, besonders bevorzugt SEQ ID NO: 2, d.h. wobei mindestens 60%, 70%, 80%, 90%, 95%, 98% oder mindestens 99% der Aminosäurepositionen identisch sind mit jenen der Aminosäuresequenzen SEQ ID NOs: 1 bis 9, bevorzugt SEQ ID NOs: 1 , 2, 3 und 4, besonders bevorzugt SEQ ID NO: 2. Die prozentuale Identität wird vorzugsweise über die gesamte Länge der Aminosäure oder Nukleinsäureregion berechnet. Eine Reihe von Programmen, die auf einer Vielzahl von Algorithmen beruhen, steht dem Fachmann für den Sequenzvergleich zur Verfügung. In diesem Zusammenhang ergeben die Algorithmen von Needleman und Wunsch oder Smith und Waterman besonders verlässliche Ergebnisse. Für das Alignment der Sequenzen stehen das Programm PileUp (J. Mol. Evolution., 25, 351 -360, 1987, Higgins et al., CABIOS, 5 1989: 151 -153) oder die Programme Gap und BestFit [Needleman and Wunsch (J. Mol. Biol. 48; 443-453 (1970)) und Smith and Waterman (Adv. Appl. Math. 2; 482-489 (1981 ))], die zum Softwarepaket GCG gehören [Genetics Computer Group, 575 Science Drive, Madison, Wisconsin, USA 5371 1 (1991 )] zur Verfügung. Die oben aufgeführten Prozentwerte für die Sequenzidentität werden vorzugsweise mit dem Programm GAP über die gesamte Sequenzregion berechnet.

Gegebenenfalls werden konservative Aminosäureaustausche bevorzugt. Bei den aromatischen Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Phenylalanin, Tryptophan und Tyrosin gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den hydrophoben Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Leucin, Isoleucin und Valin gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den polaren Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Gluta- min und Asparagin gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den basischen Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Arginin, Lysin und Histidin gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den sauren Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Asparaginsäure und Glutaminsäure gegeneinander ausgetauscht werden. Bei den Hydroxyl-Gruppen ent- haltenden Aminosäuren spricht man von konservativen Austauschen, wenn Serin und Threonin gegeneinander ausgetauscht werden.

Die Einteilung der Prenyltransferasen, die Polyprenyldiphosphate synthetisieren, erfolgt grundsätzlich nach den synthetisierten Produkten, in eis- und trans- Prenyltransferasen. Dabei unterscheidet man je nach Kettenlänge des entstehenden Produktes zwischen Kurz- (bis C-| ₅ ), Mittel- (bis C55) und Langketten- Prenyltransferasen (> C ₅ 5)-

C/s-Prenyltransferasen können aus zwei kurzkettigen Isoprendiphosphaten hochmolekulare c/s-Polyisoprene synthetisieren. Diese Enzyme verwenden als Startersubstrat Geranyl- (GPP), Farnesyl- (FPP) oder Geranylgeranyldiphosphat (GGPP) und katalysieren die Kettenverlängerung mit repetitiven Kondensationen des Elongationssubstrates Isopentenyldiphosphat (IPP). Die Startereinheiten werden von frans-Prenyltransferasen synthetisiert, die die Synthese von trans- Isoprendiphosphaten aus Dimethylallyldiphosphat (DMAPP) und IPP durchführen.

Bei den Mittelketten-c/s-Prenyltransferasen handelt sich um lösliche Enzyme, die an der Synthese von Peptidoglykanen der bakteriellen Zellwand beteiligt sind. Als Lipidcarrier sind Polyprenyldiphosphate damit wesentlich an dem Aufbau der Zellwand beteiligt. Manche Enzyme weisen eine Restriktion der Produktkettenlänge auf, die auf Aminosäurereste zurückzuführen sind, die eine Art Deckel bilden und somit zum Kettenabbruch der wachsenden Produkte führen. Varianten ohne Deckel sind ebenfalls zugänglich.

Grundsätzlich benutzen c/s-Prenyltransferasen stets ein allylisches Startersubstrat (z.B. Dimethylallyl- (DMAPP), Geranyl- (GPP), Farnesyl- (FPP), Geranylgeranyldiphosphat (GGPP)) sowie Isopentenyldiphosphat (IPP) als Verlängerungseinheit. Das Startersubstrat ist ein allylisches Diphosphat, d.h. eine Verbindung, die eine Allyl-Diphosphatgruppe enthält. Insbesondere kann als Startersubstrat eine Verbindung verwendet werden, mit einer 2-Butenylgruppe, die eine Diphosphatgruppe am d-Atom, eine Doppelbindung zwischen dem C ₂ - Atom und dem C ₃ -Atom und eine Methylgruppe oder eine Ethylgruppe am C ₃ - Atom enthält.

Für die Startersubstrate konnten einige Kriterien gezeigt werden, die für die Katalyse notwendig sind, wobei einige der im Folgenden beschriebenen Beobachtun- gen bereits im Stand der Technik beschrieben wurden und in den im Rahmen der vorliegenden Erfindung gemachten Versuche bestätigt werden konnten. Die folgende Formel (VII) stellt die allgemeine Formel für das Startersubstrat dar:

Die Allyl-Diphosphatgruppe ist ein entscheidendes Merkmal. Wird ein Prenylmonophosphat als Startersubstrat oder ein Prenylbisphosphonat verwendet, kann keine Reaktion stattfinden. Auch eine Thioesterbindung zwischen Phosphat und Prenylrest verhindert die Katalyse zum Polyprenylprodukt. Ein weiteres wichtiges Kriterium ist die Methylgruppe in 3- Stellung des Allyl-Diphosphates (R ³ = Methylrest). Im Stand der Technik wurde anhand von Kurzketten-Prenyltransferasen gezeigt, dass R ³ auch durch ein Halogenatom dargestellt werden kann. Anhand der frans-Prenyltransferasen Hexa- und Heptaprenyldiphosphatsynthase wurde gezeigt, dass eine C3- Methylverzweigung des allylischen Substrates essentiell für die Kettenverlängerung ist. Eine zusätzliche Methylgruppe an C4 des Startersubstrates kann von der Bacillus subtilis LIPPS, je nach Konfiguration, nicht oder nur mit sehr schlechten Geschwindigkeiten umgesetzt werden. Dagegen kann ein an C2 halogeniertes Startermolekül (X = Halogen) durchaus als Substrat dienen. Veränderungen am Startersubstrat, die räumlich weiter entfernt sind von der Diphosphatgruppe, haben wenig Einfluss auf die Substraterkennung und werden gut akzeptiert. In der Formel (VII) ist R ² ausgewählt aus der Gruppe enthaltend vorzugsweise Prenyl-, Geranyl-, Farnesylgruppe, die weitere Substituenten bzw. funktionelle Gruppen aufweisen können. Insbesondere wird ein Verfahren bevorzugt, wobei das allylische Diphosphat 1 ,1 - Dimethylallyldiphosphat, Geranyldiphosphat, Farnesyldiphosphat,

Geranylgeranyldiphosphat, Neryldiphosphat oder eine Verbindung ist, die eine allylische Diphosphatendgruppe oder ein funktionalisiertes allylisches Diphosphat enthält, insbesondere (2E,6E)-8-0-(/V-methyl-2-aminobenzoyl)-3,7-dimethyl-2,6- octandien-1 -diphosphat (110).

Wie bereits erläutert, benutzen c/ ^' s-Prenyltransferasen stets ein allylisches Startersubstrat (Dimethylallyl- (DMAPP), Geranyl- (GPP), Farnesyl- (FPP), Geranylgeranyldiphosphat (GGPP)) sowie Isopentenyldiphosphat (IPP) als Verlängerungseinheit. Die E. coli Undecaprenyldiphosphatsynthase (EcUPPS) benutzt FPP als Startersubstrat welches durch achtfache Verlängerung mit IPP das C ₅ 5-Produkt Undecaprenyldiphosphat synthetisiert. Der Mechanismus der Kettenverlängerung ist teilweise verstanden aber im Detail noch unklar. Anhand der vorhandenen Kristallstrukturen konnten im Stand der Technik Aussagen über die Substratbindungsstellen gemacht werden. Allerdings ist die Katalyse mit einer enormen strukturellen Veränderung des Enzyms verbunden, so dass die aktive Tasche an einer sehr flexiblen Loop-Struktur stets schlecht aufgelöst ist. Dazu kommt, dass das Enzym während der Katalyse von einer offenen in eine geschlossene Form wechselt, so dass die Lage der Aminosäurereste während der Synthese in einer starren Kristallstruktur nur schlecht abzuleiten ist. Grundsätzlich ist die Katalyse wie folgt verstanden: IPP bindet magnesiumabhängig, während FPP Magnesium-unabhängig binden kann. Anschließend wird das Magnesiumion zum Diphosphat des FPP transferiert wo es die Abspaltung des Diphosphates begünstigt. Gleichzeitig greift die elektronenreiche Doppelbindung von IPP an dem dissoziierenden FPP an. Die katalytische Base abstrahiert ein Proton von IPP und führt damit zur Bildung einer neuen c/s-Doppelbindung. Anschließend wird das Produkt von der IPP- Bindungsstelle zur FPP-Bindungstasche transferiert, um die erneute Bindung von IPP zu ermöglichen und einen weiteren Elongationsschritt zu erlauben. Die Reaktion verbraucht (mind.) ein Magnesiumion pro Zyklus.

Die vorliegende Erfindung wird beispielhaft anhand der folgenden Beispiele erläutert, die aber keinesfalls als Einschränkung der Erfindung oder des Schutzbereiches verstanden werden sollen.

Beispiele

Beispiel 1 : Proteinexpression, Zellaufschluss und Reinigung zur Gewinnung der Prenyltransferasen EcUPPS und ThkCPT

1 .1 Expression Zur Expression der Prenyltransferasen Escherichia coli Undecaprenyldiphosphat- synthasen und Thermococcus kodakaraensis c/s-Prenyltransferase wurde eine Vorkultur in einem sterilen Erlenmeyerkolben in LB-Medium mit dem entsprechenden Antibiotikum aus einer Glycerinkultur über Nacht bei 37°C und 200 UpM angezogen. Das Medium enthielt 100 μg ^■ mL ^"1 Ampicillin und 50 μg ^■ mL ^"1 Chlo- ramphenicol im Fall der EcUPPS oder 50 μg ^■ mL ^"1 Kanamycin für die Expression der ThkCPT. Für die 500 ml_ Hauptkultur wurde die Vorkultur 1 :20 (v/v) mit Antibiotikum haltigem Medium verdünnt und bis zu einer OD ₆ oo (optische Dichte bei 600 nm) von etwa 1 ,0 bei 37°C und 200 UpM inkubiert. Die Induktion der Proteinexpression erfolgte mit 1 mM IPTG bei 37°C für 6 h. Die Zellen wurden bei 10 000 ^χ g für 10 min pelletiert und nach Entfernen des Überstandes bei -20 °C bis zur Verwendung gelagert.

1 .2 Zellaufschluss

Der Zellaufschluss der geernteten Zellen erfolgte in 20 ml_ EcUPPS-Lysepuffer (25 mM Tris, 150 mM NaCI, pH 7,5) oder ThkCPT-Lysepuffer (25 mM Tris, 150 mM NaCI, pH 8,5) versetzt mit 750 μg ^■ mL ^"1 Lysozym und 1 μg ^■ mL ^"1 DNase I zunächst enzymatisch für 1 h auf Eis auf einem Taumler bei 50 UpM. Anschließend wurde die Zellsuspension mit einem Ultraschall-Homogenisator (Amplitude: 70 %, Impuls an: 1 s, Impuls aus: 1 s) 3-mal für 30 s zusätzlich mechanisch aufgeschlossen. Das Zelllysat wurde zwischen den Homogenisationsschritten für 1 min auf Eis gekühlt. 1 .3 Expression Reinigung der EcUPPS mittels Immobilisierter Metallche- lat-Affinitätschromatographie (IMAC)

Das aus 1 .2 erhaltene Zelllysat wurde für 30 min bei 15 000 x g zentrifugiert, das Pellet verworfen und der Überstand mit dem löslichen, überexprimierten Protein mit Hilfe der Metallchelat-Affinitätschromatographie an Ni-Sepharose oder Co- Sepharose (TALON ^® ) gereinigt. Die Komplexierung und damit die Bindung des Zielproteins an das IMAC-Material erfolgte über einen 6x-His-Tag.

1 .4 Reinigung der EcUPPS mittel Ni-IMAC

Die Reinigung der EcUPPS erfolgte an einer FPLC-Anlage mit einer Ni- ckel-Sepharose-Säule (HisTrap™ FF crude 1 mL, GE Healthcare, Freiburg) nach Herstellerangaben. Die cytosolische Proteinlösung wurde mit 0,3 mL-min ^"1 auf die Säule aufgebracht. Die Säule wurde anschließend mit 15 mL Puffer A (25 mM Tris/ HCl, 150 mM NaCI, pH 7,5) gespült, um ungebundene Proteine zu entfernen. Puffer B (25 mM Tris/ HCl, 150 mM NaCI, 300 mM Imidazol, pH 7,5) diente zur Elution des Zielproteins mit dem folgenden Gradienten in Kombination mit Puffer A und 0,3 mL-min ^"1 Flussrate: (SV: Säulenvolumen):

0% Puffer B -»· 5 SV -»· 0% Puffer B -»· 1 SV ^ 10% Puffer B -»· 2 SV -»· 10% -»· Puffer B -»· 1 SV ^ 100% Puffer B -»· 7 SV -»· 100% Puffer B

Die Proteinfraktionen wurden mittels SDS-PAGE auf Reinheit geprüft, homogene Proteinlösungen wurden vereinigt und an PD10-Säulen (Sephadex™ G-25) entsalzt. Das gereinigte Protein, wurde in 500 μί. Aliquots in Assaypuffer (50 mM Hepes/ NaOH, 100 mM NaCI, 1 mM DTT, 0,5 mM MgCI ₂ , 10 % Glycerin (v/v), pH 7,5) in flüssigem Stickstoff schockgefroren und bei -20 °C bis zur Verwendung gelagert. Abbildung 1 A zeigt eine Fotographie eines mit Coomassie®-Brilliant Blau gefärbten 14%igen Gels einer SDS-PAGE mit Proben aus der EcUPPS- Proteinreinigung. 1 : Bakterienlysat vor der Induktion mit IPTG; 2: Bakterienlysat nach der Induktion mit IPTG; 3: unlösliche Bestandteile; 4: Bakterienlysat mit löslichen Proteinen; 5: Proteine, die nicht an die Metallaffinitätssäule gebunden haben; 6: Eluat der Affinitätschromatographie mit gereinigtem Protein; 7: entsalzte Proteinfraktion nach PD10-Säule; M: Marker. 1 .5 Reinigung der ThkCPT mittels Ni-IMAC

Die Reinigung der ThkCPT erfolgte wie oben für die EcUPPS beschrieben. Es wurde die gleiche Pufferzusammensetzung verwendet, mit der Ausnahme, dass der pH-Wert der Puffer A und Puffer B auf pH 8,5 eingestellt wurde. Für den As- saypuffer wurde ein pH-Wert von 8,0 eingestellt. Abbildung 1 B zeigt eine Foto- graphie eines mit Coomassie®-Brilliant Blau gefärbten 10%igen Gels einer SDS- PAGE mit Proben aus der ThkCPT-Proteinreinigung. 1 : Bakterienlysat vor der Induktion mit IPTG; 2: Bakterienlysat, nach der Induktion mit IPTG; 3: unlösliche Bestandteile; 4: Bakterienlysat mit löslichen Proteinen; 5: Proteine, die nicht an die Metallaffinitätssäule gebunden haben; 6: Eluat der Affinitätschromatographie mit gereinigtem Protein; 7: entsalzte Proteinfraktion nach PD10-Säule; M: Marker.

Beispiel 2: Proteinexpression und Zellaufschluss zur Gewinnung

Prenyltransferasen MtUPPS, MIUPPS und HpUPPS

Die cDNAs der Undecaprenyldiphosphatsynthasen (LIPPS) aus Mycobacterium tuberculosis (MtUPPS) (UniProt-Code P60479), Micrococcus luteus (MIUPPS) (UniProt-Code 082827) und Helicobacter pylori (HpUPPS) (UniProt-Code P55984) wurden bezüglich der Codon-Verwendung optimiert und synthetisiert von MWG Eurofins (MWG-Biotech AG, Ebersberg, Deutschland). Alle Konstrukte wurden kloniert in den Vektor pET28a(+) (Merck KGaA, Darmstadt, Deutschland) mit einem /V-terminalen poly-Histidin-Tag und in chemokompetente Expressionszellen des Stammes E. coli BI21 (DE3) transformiert. Die Selektion der erfolgreich transformierten Zellen erfolgte über Lysogeny Broth (LB) - Agar Platten mit dem Antibiotika Kanamycin (50 μΙ ml ^"1 ) und wurden anschließend im größeren Maßstab angezogen. Dafür wurde ein 350 ml Erlenmeyer-Kolben mit Terrific Broth (TB) -Medium und 50 μg ml ^"1 Kanamycin verwendet. Die Zellkultur wurde bei 37°C und 300 UpM angezogen bis zu einer optischen Absorption von 0,6 bei der Wellenlänge 595 nm. Die Proteinexpression erfolgte durch Induktion mit 1 mM Isopropyl-ß-d-Thiogalaktopyranosid (IPTG) für 12 Stunden bei 23 °C und 210 rpm. Für die Protein-Reinigung wurden die Zellen geerntet mittels Zentrifugation (8000 x g, 10 min) und anschließend resuspendiert in 20 ml Aufschluss-Puffer (50 mM Tris/HCI, 500 mM NaCI, 40 mM Imidazol, 1 mM DTT, 0,15% Triton-X 100, pH 7.5). Die homogenisiert Suspension wurde aufgeschlossen durch Hochdruckdispersion (Constant Systems Ltd., Northants, UK) bei 1000 Bar. Das Zelllysat erneut bei 16000 x g für 60 min zentrifugiert und der Überstand auf eine mit Nickel-Ionen beladene IMAC-Säule (HisTrap HP, 1 ml, Qiagen, Hilden, Deutschland) in Kombination mit dem ÄKTA FPLC System (GE Healthcare, Little Chalfont, UK) aufgetragen. Um das rekombinante His ₆ -getagte Fusion-Protein von der Säule zu eluieren, wurde ein linearer Gradienten verwendet, beginnend mit 100 % Aufschluss-Puffer (ohne Triton-X 100) hin zu 100 % Elutions-Puffers (50 mM Tris/HCI, 500 mM NaCI, 500 mM Imidazol, pH 7.5) über 40 min bei einem Fluss von 0,5 ml min ^"1 . Die Identifikation der Protein-Fraktionen erfolgt mittels Proteinbestimmung nach Bradford und die Prüfung auf Reinheit mittels Polyacrylamid Gelelektrophorese (PAGE). Die entsprechenden Proteinfraktionen wurde über eine PD-10 Säule (GE Healthcare, Little Chalfont, UK) entsalzt und anschließend bei -80°C gelagert in Assay-Puffer (50 mM Tris, 100 mM NaCI, 1 mM DTT, pH 7.5) mit zusätzlich 10 % (v/v) Glycerol.

Die Ergebnisse werden in Abbildung 2 gezeigt. Abbildung 2 zeigt Fotographien von mit Coomassie®-Brilliant Blau gefärbten 14%igen Gelen einer SDS-PAGE mit Proben aus der Proteinreinigung der UPPS aus Micrococcus luteus (A), Mycobacterium tuberculosis (B) und Helicobacter pylori (C); (A): MI UP PS; M: Proteingrößenstandard (10-130 kDa); 1 : Rohextrakt nach Induktion mit IPTG; 2: Protein nach Metall-Affinitätschromatographie-Reinigung und Entsalzung. (B) MtUPPS: M: Proteingrößenstandard (10-130 kDa); 1 : Rohextrakt nach Induktion mit IPTG; 2: Rohextrakt ohne Prenyltransferase MtUPPS nach Auftragen über die Ni ²⁺ -Säule; 3: Protein nach Metall-Affinitätschromatographie-Reinigung und Entsalzung; (C) UPPS aus Helicobacter pylori. M Proteingrößenstandard (10-130 kDa); 1 Rohextrakt vor Induktion mit IPTG; 2 Rohextrakt nach Induktion und Inkubation mit IPTG; 3: Protein nach Metall-Affinitätschromatographie- Reinigung und Entsalzung. Beispiel 3: Bestimmung von Substratkinetiken der EcUPPS und ThkCPT

C/s-Prenyltransferasen entlassen während der Reaktion Diphosphat nach jedem Kondensationsschritt. Dies ist der Ansatzpunkt, der gewählt wurde, um unabhän- gig von der Art des Produktes den Grundumsatz zu detektieren. Zur Bestimmung der Substratkinetik von IPP wurden 0,1 μΜ EcUPPS oder 1 μΜ ThkCPT zusammen mit 10 μΜ FPP und verschiedenen Konzentrationen an IPP (500 μΜ, 250 μΜ, 125 μΜ, 62,5 μΜ, 31 ,25 μΜ, 15,625 μΜ, 0 μΜ) für 72 s, 120 s, 165 s, 300 s, 521 s, 600 s und 900 s in EcUPPS-Assaypuffer (50 mM Hepes/ NaOH, 100 mM NaCI, 1 mM DTT, 0,5 mM MgCI ₂ , 10 % Glycerin (v/v), pH 7,5) oder ThkCPT- Assaypuffer (50 mM Hepes/ NaOH, 100 mM NaCI, 1 mM DTT, 1 mM MgCI ₂ , 10 % Glycerin (v/v), pH 8,0) versetzt mit 0,1 % Triton X-100 (v/v) und 8 U/mL inorganischer Phosphatase bei 22 °C inkubiert. Die Dreifachbestimmungen der Enzymre- aktionen wurden mit 100 μΙ_ BIOMOL Green™ Detektionsreagenz gestoppt und nach weiteren 20 min in einem Mikrotiterplattenspektrophotometer bei 620 nm gemessen. Zur Kontrolle erfolgte für jede Substratkonzentration eine Messung mit denaturiertem Enzym zu den unterschiedlichen Zeitpunkten um Selbsthydrolyse der Substrate zu berücksichtigen. Zur Quantifizierung wurde eine P,- Standardkurve in Doppelbestimmung mitgeführt. Die Verdünnung des KP _r Standards erfolgte in Assaypuffer, wurde mit 100 μΙ_ BIOMOL Green™ Detektionsreagenz nach Ablauf der Enzymreaktion in den Test- tVe//s detektiert und zeitgleich nach weiteren 20 min bei 620 nm gemessen. Eine lineare Beziehung zwischen A ₆ 2o nm und PrKonzentration ermöglichte eine Quantifizierung zwischen 80 μΜ-0 μΜ Ρ,.

Die Bestimmung der FPP-Kinetiken der EcUPPS sowie der ThkCPT erfolgte unter analogen Bedingungen der Bestimmung von IPP. Die Phosphathydrolyse wurde mit 150 μΜ IPP gemessen, wobei die Substratkonzentration von FPP variierte (80 μΜ, 40 μΜ, 20 μΜ, 10 μΜ, 5 μΜ, 2,5 μΜ, 1 ,25 μΜ, 0 μΜ). Die Enzymreaktion wurde nach 60 s, 120 s, 180 s, 300 s, 600 s, 900 s oder 1200 s durch Zugabe von 100 μ\- BIOMOL Green™ Detektionsreagenz gestoppt und wie oben beschrieben gemessen.

Damit konnte ein linearer Messbereich für Umsatz-Zeit-Kurven bestimmt werden, so dass Folgemessungen zu definierten Zeitpunkten gestoppt werden konnten. Beispiel 4: Screening der MtUPPS, MIUPPS und HpUPPS auf IPP-Umsatz und CI-BPP-Umsatz

Die Enzymreaktion erfolgte in 50 μΙ Ansätzen in Assay-Puffer mit zusätzlichen 1 mM MgCI ₂ und 0.1 % Triton X-100 sowie 5 μΜ Farnesyldiphosphat (FPP), 50 μΜ Isopentenyldiphosphat (IPP) oder 50 μΜ CI-BPP und 10 μΜ HpUPP oder MIUPPS oder MtUPPS. Die Enzymreaktion wurde durch Zugabe von 100 μΙ BIOMOL Green™ (ENZO LIFE SCIENCES GmbH, Lörrach, Deutschland) in bestimmten Zeitintervallen abgestoppt und in einem Mikrotiterplatten- spektrophotometer bei 620 nm gemessen. Zur Kontrolle erfolgte für jede Substratkonzentration eine Messung mit denaturiertem Enzym zu den unterschiedlichen Zeitpunkten um Selbsthydrolyse der Substrate zu berücksichtigen. Zur Quantifizierung wurde eine P _r Standardkurve in Doppelbestimmung mitgeführt. Die Verdünnung des KP _r Standards erfolgte in Assaypuffer, wurde mit 100 μί. BIOMOL Green™ Detektionsreagenz nach Ablauf der Enzymreaktion in den Test- tVe//s detektiert und zeitgleich nach weiteren 20 min bei 620 nm gemessen. Eine lineare Beziehung zwischen A ₆₂ o nm und P _r Konzentration ermöglichte eine Quantifizierung zwischen 80 μΜ-0 μΜ Ρ,.

Beispiel 5: Bestimmung der Substratkinetiken artif izieller Substrate

Die Assaybedingungen wurden wie in Beispiel 3 beschriebenen gewählt. Zur De- tektion der Produktbildung wurden 0,1 -1 μΜ c/s-Prenyltransferase (CPT) zusammen mit verschiedenen Substraten zwischen 80 - 0 μΜ im Fall der Startersubstrate, variiert, wobei das Elongationssubstrat IPP mit 150 μΜ konstant war. Variation von 500 - 0 μΜ im Fall der Elongationssubstrate erfolgte konstant mit 10 μΜ FPP (jedes Homoallyldiphosphat möglich). Beispiel 6: Berechnung der Umsatzraten und kinetischen Parameter

Zur Berechnung der Umsatzraten in nkat-mg ^"1 wurde verwendet:

Gleichung 1 :

(Ä620 — Blank) ' 1000

VQ =

2 · m · t · [E] vo Anfangsgeschwindigkeit der Diphosphathydrolyse (nkat-mg ^"1 )

A ₆ 2o Absorption bei 620 nm

Aßiank Absorption der Kontrolle bei 620 nm

m Anstieg der Phosphatstandardkurve (μΜ ^"1 )

t Dauer der Enzymreaktion (s)

[E] Enzymkonzentration (mg-L ^"1 )

Dabei wird 1 Katal als diejenige Menge Enzym, die unter angegebenen Bedingungen 1 mol Substrat pro Sekunde umsetzt. In dem hier beschriebenen Fall handelt es sich um die indirekte Detektion einer Produktbildung über den Nach- weis der Diphsophathydrolyse während der Enzymreaktion.

Die Auswertung erfolgte durch nicht-lineare Regression nach der Hill-Gleichung mit Sigma-Plot 1 1 . Die Michaelis-Menten-Kinetik stellt einen Sonderfall der Hill-Kinetik dar, wobei h=1 ist.

Gleichung 2:

, ^{? =} ^

K _m Substratkonzentration bei halbmaximaler Geschwindigkeit der Diphosphathydrolyse (μΜ)

v Geschwindigkeit der Diphosphathydrolyse (nkat-mg ^"1 )

Vmax maximale Geschwindigkeit (nkat-mg ^"1 )

[S] Substratkonzentration (μΜ)

h Hill-Koeffizient

Beispiel 7: Bestimmung des Produktspektrums der EcUPPS und ThkCPT

Zur Bestimmung der Produktkettenlängen wurden 500 μΙ_ Enzymassays in MS- Gläschen durchgeführt. Dazu wurden 500 μΙ_ Assaypuffer (50 mM Hepes, 100 mM NaCI, 1 mM DTT, 10 % Glycerin, 0,1 % Triton X-100, 0,5 mM MgCI ₂ (E- cUPPS) oder 1 mM MgCI ₂ (ThkCPT)) mit 10 μΜ Enzym, 50 μΜ Startersubstrat und 400 μΜ Elongationssubstrat (Isopentenyldiphosphat (IPP), 3-Brom-3- Butenyldiphosphat (Br-BPP) bzw. 3-Chlor-3-Butenyldiphosphat (CI-BPP)) bei Raumtemperatur (EcUPPS) oder 65 °C (ThkCPT) über Nacht inkubiert. Die Ex- traktion der Polyprenyldiphosphate erfolgte mit 500 μΙ_ 1 -Butanol. Die Butanol- phase wurde in ein neues Glas überführt und unter Stickstoffstrom von dem Lösungsmittel befreit. Die Hydrolyse der Diphosphate zum Polyprenol erfolgte durch Zugabe von 200 μί. Hydrolysepuffer (20% Isopropanol, 4,4 Units/mL saure Phophatase aus Kartoffeln, 0, 1 % Triton X-1 00, 50 mM Natriumacetat (pH 4,7)) und wurde über Nacht bei 37 °C inkubiert. Die Polyprenole wurden mit 500 μί. nHexan extrahiert und zur weiteren DC- oder HPLC-Analyse vorbereitet. Für DC- Experimente und LC/ESI-MS-Analysen wurde die nHexan-Phase in ein neues Glas überführt, das Lösungsmittel abgedampft und die Produkte erneut in 100 μί. nHexan resuspendiert um eine Aufkonzentrierung zu erreichen. Für HPLC- Analysen mit 110 ((2E,6E)-8-0-(/V-methyl-2-aminobenzoyl)-3,7-dimethyl-2,6- octandien-1 -diphosphat) als Startersubstrat wurde die nHexan- Phase 1 :3 verdünnt in das HPLC-System mittels Autosampier injiziert.

Beispiel 8: HPLC-Analytik der Polyprenole mit FPP als Startersubstrat Die HPLC-Analyse der Polyprenole erfolgte an einer Anlage von Merck HITACHI D-7000, wobei als stationäre Phase eine YMC-ODS AQ (1 50 x 4 mm, 5 μηι ; YMC Europe GmbH, Dinslaken) Säule verwendet wurde. Die Elution erfolgte mit 1 mL-min ^"1 und die Detektion bei 21 0 nm mit einem UV-VIS Detektor: Merck HITACHI L-7420. Das Injektionsvolumen betrug dabei 5 μL· Die mobile Phase setz- te sich aus Laufmittel A (MeOH/H ₂ 0/lsopropanol 1 2:1 :8 {v/v/v)) und Laufmittel B (nHexan/lsopropanol 7:3 (v/v)) zusammen. Die Probenaufgabe erfolgte mittels Autosampier (Merck HITACHI L-7250).

Laufmittelqradient: LM - Laufmittel

0 % LM B ^{3SjBiD ►} 45 % LM B 5^ 70 % LM B ^ljsm 100 % LM B Beispiel 9: HPLC-Analytik der Polyprenole mit 110 als Startersubstrat

Zur selektiven und vor allem sensitiven Detektion von Polyprenolen kann ein alternatives, fluoreszierendes Startersubstrat verwendet werden, (2E,6E)-8-0-(/V- methyl-2-aminobenzoyl)-3,7-dimethyl-2,6-octandien-1 -diphosphat (110). Die Analyse erfolgte wie in Beispiel 6 beschrieben. Dabei wurden 3 μί. pro Probe injiziert und die Detektion erfolgte über Fluoreszenz: Ex 352 nm / Em 420 nm wobei das Gerät Merck HITACHI L-7480 als Fluoreszenzdetektor verwendet wurde. Beispiel 10: LC/MS- Analyse

Zur eindeutigen Kettenlängenbestimmung der Polyprenole wurden LC/MS- Messungen durchgeführt. Die LC-Trennung erfolgte dabei wie in Beispiel 6 beschrieben an einer HPLC-Anlage von Agilent Technologies der 1200er Serie. Da- bei war das LC-System mit einem API 3200 LC/MS/MS System von AB Sciex gekoppelt. Die ESI-Spektren wurden während eines HPLC-Laufes unter einer lo- nensprayspannung von 4,5 kV bzw. -4,5 kV bei 400 °C unter Stickstoffstrom gemessen. Hierbei betrug das Probenvolumen 10 μΙ_, wobei die Probe unverdünnt eingesetzt wurde. Beispiel 11 : Bestimmung der Aktivität der Prenyltransferasen

Die Aktivität der Prenyltransferasen wurde hinsichtlich der Umsetzung von Farnesyldiphosphat (FPP) als Startersubstrat und Isopentenyldiphosphat (IPP), und CI-BPP bzw. Br-BPP mit Hilfe des MTP-Phosphatdetektionsassays bestimmt.

Die Reaktionen wurden in einem 50 mM Tris Puffer pH 7,5 in Gegenwart von 50 mM NaCI und 0,05% Triton X-100, 5 μΜ E,E-FPP, 200 μΜ IPP bzw. CI-BPP und jeweils 50 μΜ Enzym bei Raumtemperatur durchgeführt. Die Ergebnisse werden in Abbildungen 3 und 4 dargestellt, wobei die Aktivität der verschiedenen cis- Prenyltransferasen hinsichtlich der Umsetzung von FPP mit IPP bzw. CI-BPP gezeigt werden. Als Negativkontrolle diente ein Ansatz ohne Enzym (nicht gezeigt).

Bei Umsetzung von IPP als Elongationssubstrat wies die UPPS aus E.coli (EcUPPS) die höchste Aktivität auf, gefolgt von den Enzymen aus Micrococcus luteus (MIUPPS) und Helicobacter pylori (HpUPPS), wohingegen die UPPS aus Mycobacterium tuberculosis (MtUPPS) keine Aktivität zeigte (Abbildung 3). Dies ist auf das Verwenden von Ε,Ε-FPP anstatt des natürlichen Substrats E,Z-FPP zurück zu führen. Beim Umsatz von CI-BPP als Elongationssubstrat zeigten die EcUPPS und die MtUPPS die höchste Aktivität. Dieses Substrat wurde im geringeren Maße auch von der UPPS aus Micrococcus luteus (MIUPPS) und von der HpUPPS (HpUPPS) umgesetzt (Abbildung 4). Diese Aktivitätstests zeigten, dass neben der EcUPPS auch andere Enzyme in der Lage waren 3-Halogen substituiertes Isopentenyldiphosphat (hier am Beispiel des CI-BPP) als Substrate zu akzeptieren. In den nachfolgenden Beispielen werden die Versuche beschrieben, die zur Bestimmung der kinetischen Konstanten und der synthetisierten Kettenlänge durchgeführt wurden.

Beispiel 12: Analyse des Startersubstratspektrums der EcUPPS Das Substratspektrum der EcUPPS wurde anhand nicht-natürlicher und natürlicher Substrate getestet. Die Aufklärung der für die Substraterkennung bedeutsamen Strukturmerkmale ist wichtig, um veränderte Substrate als Startereinheit zu verwenden. Dies ermöglicht die Einführung einer Fluoreszenzeinheit zur sensitiven und selektiven Detektion der enzymatischen Produkte oder einer Sonde für die Massenspektrometrie, da Prenyldiphosphate sowohl sehr gering absorbieren als auch ionisieren. In der Tabelle X sind alle während der für die vorliegende Anmeldung/Erfindung durchgeführten experimentellen Studien getesteten artifiziellen Substratanaloga dargestellt, die als Startereinheit für die EcUPPS dienen könnten. 18 Prenyldiphosphate konnten dabei als Substrat dienen und mit IPP als Elongationssubstrat Polyprenyldiphosphate der erwarteten Kettenlänge hervorrufen. Weitere acht Substrate wurden nicht als Startersubstrat erkannt und führten nicht zu Produktbildung mit der EcUPPS. Abbildung 5 zeigt die artifiziellen Startersubstrate der EcUPPS mit ihrer relativen katalytischen Effizienz (% k _ca t-K _m ^{" 1} ) der EcUPPS mit dem jeweiligen Substrat im Bezug zu dem natürlichen Substrat FPP (100 %) abnehmend von oben nach unten. Abbildung 6 zeigt die getesteten artifiziellen Substrate, die von der EcUPPS nicht akzeptiert werden.

Mit Hilfe des MTP-Phosphatdetektionsassays wurden Substratumsatzkurven für die verschiedenen Substrate bestimmt. Dabei konnten die in Tabelle 1 dargestellten kinetischen Parameter für die getesteten Substrate gemessen werden. Der K _m -Wert beschreibt diejenige Substratkonzentration, bei der die halbmaximale Geschwindigkeit der Enzymreaktion erreicht ist. Dieser Wert ist ein Maß der Affinität des jeweiligen Substrates zum Enzym. Je niedriger dieser Wert ist, desto höher ist die Affinität des Substrates. Alle getesteten Substrate lagen mit ihren K _m -Werten im μΜ-Bereich. Dennoch wurden einige Substrate bis zu 30fach schlechter von dem Enzym akzeptiert. Eine schlechte Substraterkennung betraf hauptsächlich Substrate mit Heteroatomen in der terminalen Prenyleinheit (106, 112, 113). Das Fehlen einer terminalen Prenyleinheit, wie im Fall von GPP, hatte ebenfalls einen starken Einfluss auf die Substraterkennung. Die K _m -Werte von kurzkettigen Substraten wie 102 oder 107 waren niedriger als der von GPP aber hier erfolgte die Substraterkennung wahrscheinlich über den Furan- bzw. Thiophenring. Eine fünffach schlechtere Substraterkennung wiesen 105, 107 und 111 auf. Hier war wahrscheinlich auch eine verschlechterte Erkennung des Substrates durch eine hydrophilere terminale Prenyleinheit der Grund für die erhöhten K _m -Werte. Die maximalen Geschwindigkeiten (v _max ) variieren zusätzlich stark (Tab. 1 ). Um die Substrate untereinander zu vergleichen, wurde daher die katalytische Effizienz k _ca t-s ^"1 bestimmt, die als Maß für die Substratspezifität gilt.

Vor allem Substrate, die FPP sehr ähneln wurden auch gleichsam mit ähnlicher Effizienz umgesetzt. Erstaunlich ist hierbei, dass Ζ,Ε-FPP trotz anderer Stereochemie genauso gut als Substrat erkannt wurde wie Ε,Ε-FPP obwohl anzunehmen wäre, dass die Orientierung in der aktiven Tasche eine andere ist. Starke strukturelle Veränderungen im Substrat beeinflussen auch die katalytische Effizienz. So konnte das Startersubstrat 110, trotz relativ schlechter katalytische Effizienz als Substrat genutzt werden. Es ermöglichte eine Fluorezenzdetektion (Em 352 nm/ Ex 420 nm) der enzymatischen Produkte und konnte in weiteren Versuchen erfolgreich verwendet werden.

Tabelle 1 : Zusammenfassung der Bestimmungen kinetischer Parameter der EcUPPS mit artifiziellen Startersubstraten.

Sowohl aromatische Substituenten (100, 110), Furane (102, 106) oder Thiophene (107, 111 , 112) sowie verzweigte Alkanketten (105) wurden als Substituenten von den Enzymen akzeptiert. Zudem zeigten Substrate mit Heteroatomen, die sich mehr als 5 C-Atome vom Diphosphat entfernt befinden, Umsatz, wenn auch mit geringerer Aktivität.

Der Vergleich der strukturellen Eigenschaften der umgesetzten Substrate zu den nicht umgesetzten Substraten, zeigte zwei Eigenschaften, die ein Prenyldiphosphat als Substrat der EcUPPS ausschließen: zum einen Heteroatome in der Nähe des Diphosphates (115, 114, 117, 118, 119) und zum anderen eine kurze Kettenlänge (120, DMAPP). Anhand von 116 ist ein weiteres Ausschlusskriterium denkbar. Entweder ist die Orientierung der Methylgruppe nahe dem Diphosphat entscheidend für die Substraterkennung, die sich bei 116 an C2 befindet und nicht wie üblich an C3 oder die nukleophile terminale Hydroxylgruppe ist dafür verantwortlich, dass keine Substraterkennung erfolgt. Anhand von 114 und 115 könnte die Hypothese aufgestellt werden, dass ein Schwefelatom in der Nähe des Diphosphates problematischer ist als die Einführung eines Sauerstoffs (vgl. 115 und 108). Dagegen wurde in terminaler Position das sauerstoffhaltige Substrat (113) im Vergleich zu dem schwefelhaltigen Substrat 104 eher schlechter erkannt. Substrate mit einer fehlenden CH ₃ -Gruppe am C3 des allylischen Prenyldiphosphates konnten für die Mittelketten-Prenyltransferasen Hexa- und Heptaprenyldiphosphatsynthase als Substrat ausgeschlossen werden.

Um zu untersuchen ob das Startersubstrat die gebildeten Produktkettenlängen beeinflusst, wurden LC/ESI-MS Untersuchungen angestellt. Hierzu wurden die zu den Alkoholen hydrolysierten Produkte der EcUPPS-Assays mit IPP und den verschiedenen artifiziellen Startersubstraten zunächst über Flüssigkeitschromatographie getrennt und anschließend massenspektrometrisch gemessen. Dabei fiel auf, dass die Prenylalkohole bevorzugt als Natrium- und Kaliumadukte auftreten. In Tabelle 2 sind die gemessenen Masse-zu- Ladungsverhältnisse dargestellt mit den dazugehörigen IPP-Elongationsschritten. Wie zu erwarten war, können Startersubstrate, die kurzkettiger sind als FPP mehr IPP-Kondensationen hervorrufen (z.B. GPP, 102, 107) wo hingegen längere Startersubstrate auch weniger IPP-Kondensationen bewirken (z.B. GGPP). Dies könnte auf die Tatsache zurück zu führen sein, dass die Kettenlänge der Produkte durch das Enzym terminiert wurde und somit bei kurzen Startereinheiten erst nach mehr Elongationsschritten die Synthese abbrach, während die Kettenverlängerung bei langen Startersubstraten früher stoppte. Jedoch war besonders bei längeren Startereinheiten wie z. B. GGPP auch eine Verlängerung um 8 IPP-Einheiten zum C ₆ o-Polyprenyldiphosphat möglich. Daher war bei fast allen Startersubstraten das C ₅ 5-Produktanalogon zu finden, welches von der Größe Undecaprenyldiphosphat (UPP) entspricht. Somit können zur Produktsynthese zum Teil sieben, acht oder neun Kondensationen von IPP an das Startersubstrat erforderlich sein. Letztlich entsteht eine Verteilung ähnlicher Oligomere mit einem ausgeprägten Peak des C ₅ 5-Produktanalogons. 102 und 106 bildeten kein C ₅ 5-Produktanalogon sondern eher das C ₆ 5-Produktanalogon. Die Ursache dafür bleibt relativ unklar. Die einzige Gemeinsamkeit beider Substrate ist der Furanring, der das Substrat terminiert und möglicherweise sehr platzsparend ist und damit weitere Verlängerungen bis C ₆ 5 zuläßt. Mit 110 werden dieselben Kettenlängen erzielt wie mit dem natürlichen Substrat Ε,Ε-FPP. Dieses Ergebnis war wichtig, um dieses Substrat in der Analytik einzusetzen. Es gewährleistete damit Produktkettenlängen zu erreichen, die mit den erzielten Kettenlängen mit Ε,Ε-FPP vergleichbar sind.

Tabelle 2. Produktanalyse der EcUPPS Assays mit artifiziellen und natürlichen Startersubstraten sowie

Elongationssubstrat mittels LC/ESI-MS. m/z =- Masse-zu-Ladungsverhältnis

Beispiel 13: Analyse artif izieller Elongationssubstrate der EcUPPS

Mit den beiden Mittelketten-c/s-Prenyltransferasen Undecaprenyl- diphosphatsynthase aus E. coli (EcUPPS) und der c/ ^' s-Prenyltransferase aus Thermococcus kodakaraensis (ThkCPT) wurden verschiedene IPP-Analoga zunächst im Mikrotiterplattenformat getestet. Substrate, die von den Enzymen konvertiert werden konnten, wurden anschließend über DC, HPLC und LC/ESI- MS näher charakterisiert. Als Elongationssubstrate wurden IPP als natürliches Substrat sowie die artifiziellen Substrate 3-Chlor-Butenyldiphosphat (CI-BPP) und 3-Brom-Butenyldiphosphat (Br-BPP) eingesetzt. Die Analyse der artifiziellen Elongationssubstrate (CI-BPP und Br-BPP) mit der EcUPPS erfolgte mit Hilfe des MTP-Phosphatdetektionsassays (Beispiel 3). Tabelle 3 zeigt die katalytische Effizienz der Enzyme mit den Substraten.

Tabelle 3: Bestimmung katalytischer Parameter der EcUPPS mit FPP und den artifiziellen Elongationssubstraten Chlor-Butenyldiphosphat (CI-BPP) und Brom-

Butenyldiphosphat (Br-BPP), im Vergleich zu Isopentenyldiphophat (IPP).

Von besonderer Bedeutung war die mit den Elongationssubstraten gebildete Kettenlänge. Hierzu erfolgten Reaktionen in MS-Gläschen mit 10 μΜ EcUPPS, 110 als Startersubstrat sowie dem jeweiligen Elongationssubstrat. Wie bereits bei der Analyse der Startereinheiten geklärt werden konnte, ist die gebildete Kettenlänge nicht von dem Startersubstrat abhängig. Im Anschluss an die Enzymreaktion mit der EcUPPS wurden die Diphosphate der Produkte mit Hilfe einer sauren Phosphatase aus Kartoffeln zum Prenylalkohol hydrolysiert, um eine Analyse über HPLC zu ermöglichen. Alle anschließend gezeigten enzymatischen Produkte sind Phosphathydrolyseprodukte des eigentlich gebildeten Polyprenyldiphosphats. Mittels HPL-Chromatogramme der Produkte, die während der Enzymreaktion der EcUPPS mit 110 als Startersubstrat und IPP, Br-BPP und CI-BPP entstanden konnte mit IPP eine Kondensation von 8-9 Elongationseinheiten beobachtet werden. Für die artifiziellen Elongationssubstrate CI-BPP und Br-BPP konnten 2 Kondensationsschritte nachgewiesen werden.

Die weitere Analyse der entstanden Produktkettenlängen erfolgte über Dünnschichtchromatographie (DC), wobei die Ergebnisse der HPLC-Analyse bestätigt werden konnten. Für die Dünnschichtchromatographie wurden EcUPPS- Assays mit FPP als Startersubstrat durchgeführt. Bei der DC-Analytik wurde beobachtet, dass die 110-Produkte durch den Fluorophor ein etwas anderes Laufverhalten aufwiesen. Die Trennung der Produkte mit FPP als Startereinheit war dagegen sehr gut und unproblematisch.

Für die Cl- und Br-BPP-Produkte konnte ein Nachweis der Produkte über DC erfolgen. Hier sind jeweils zwei Produktspots im Vergleich zu der Kontrolle mit denaturiertem Enzym zu erkennen (Daten nicht gezeigt). Es handelt sich dabei um das einfach- und zweifachkondensierte Reaktionsprodukt mit dem Startersubstrat FPP.

Der Nachweis zweifachkondensierter Cl- und Br-BPP-Produkte mit 110 konnte über LC/ESI-MS geführt werden. Dabei wurde mit einer Retentionszeit von 2,25 min und einem m/z = 502,1 [M+Na ⁺ ] (berechnet: m/z = 502,2 [M+Na ⁺ ]) das Dichlorprodukt mit 110 und mit einer Retentionszeit von 2,44 min und m/z = 591 ,7 [M+Na ⁺ ] (berechnet: m/z = 592,1 [M+Na ⁺ ]) das zweifachbromierte 110-Produkt nachgewiesen. Für die Produktbildung von 110 mit IPP als Elongationssubstrat konnte eine Produktverteilung von sieben bis neun Elongationen nachgewiesen werden. Zusätzlich konnte beobachtet werden, dass alle Produkte auch als Kaliumaddukt [M+K ⁺ ] auftreten, was als zusätzlicher Nachweis der Molekülionen dienen kann.

Die Ergebnisse der Analysen werden in Tabelle 4 zusammengefasst. Tabelle 4: LC/ESI-MS Analyse der 110-Produkte der EcUPPS mit IPP, CI-BPP und Br-BPP. m/z =, Masse-zu-Ladungsverhältnis; RT, Retentionszeit (min); VL, Verlängerung(en).

Somit ist es gelungen mit vier verschiedenen Analysemethoden (DC, HPLC und LC/ESI-MS) die Produktkettenlängen der artifiziellen Polyprenole als auch der natürlichen EcUPPS-Produkte zu bestimmen. Die Kombination aus DC, HPLC und LC/ESI-MS stellt sich als sehr zuverlässig heraus. Der Nachweis über LC erfolgte mit anschließender Elektrosprayionisierung im Positivionenmodus . Die Polyprenole treten bevorzugt als Natriumaddukte des Moleküls auf, doch auch Protonen- und Kaliumaddukte sind oft sichtbar. Die HPLC-Methode mit dem fluoreszierenden 110 als Startersubstrat ist eine sehr sensitive Methode, die selbst sehr geringe Produktmengen detektieren kann. Durch die Fluoreszenzdetektion ist sie eine gleichsam sehr selektive Methode, die es ermöglicht ausschließlich enzymatische Produkte zu analysieren. Die Dünnschichtchromatographie ermöglicht zusätzlich eine sehr schnelle und einfache Vorbestimmung der Produkte. Somit steht hier ein sehr schnelles, redundantes, selektives und sensitives Analysespektrum zur Verfügung um die Kettenlängen der Produktalkohole zu analysieren. Beispiel 14: Analyse des Elongationssubstratspektrums der ThkCPT

Die Analyse des Elongationssubstratspektrums der ThkCPT erfolgte in derselben Weise wie in Beispiel 13 für die EcUPPS beschrieben. Die Analyse der artifiziellen Elongationssubstrate (CI-BPP und Br-BPP) mit der ThkCPT erfolgte mit Hilfe des MTP-Phosphatdetektionsassays (Beispiel 3). Tabelle 5 zeigt die katalytische Effizienz der Enzyme mit den Substraten. Die nicht-natürlichen Elongationssubstrate wurden von diesem Enzym schlechter umgesetzt als IPP. Die Umsatzraten lagen in demselben Bereich wie mit der EcUPPS und waren in diesem Fall 150-200fach geringer als mit IPP. Die K _m -Werte lagen im Bereich des Wertes von IPP.

Tabelle 5: Bestimmung katalytischer Parameter der ThkCPT mit FPP und den artifiziellen Elongationssubstraten Chlor-Butenyldiphosphat (CI-BPP) und Brom- Butenyldiphosphat (Br-BPP), im Vergleich zu Isopentenyldiphophat (IPP).

Da der MTP-Phosphatassay bei Raumtemperatur durchgeführt wurde, war sehr wichtig die Produktbildung unter optimalen Reaktionsbedingungen zu kontrollieren. Dazu wurden HPLC-Analysen durchgeführt. Die Enzymassays wurden dazu bei 65 °C mit dem Fluoreszenzsubstrat 110 sowie dem jeweiligen Elongationssubstrat inkubiert und anschließend über HPLC analysiert (Abbildung 8). Abbildung 8 zeigt ein HPL-Chromatogramm der Produkte der ThkCPT mit 110 und den Elongationssubstraten Br-BPP und CI-BPP. Die Detektion erfolgte über Fluoreszenz bei Ex 352 nm/Em 420 nm. Eingesetzt wurde 10 μΜ ThkCPT. 110 wurde von dem thermophilen Enzym ThkCPT ebenfalls als Startersubstrat akzeptiert und die Produktbildung konnte analysiert werden. Mit IPP als Elongationssubstrat wurde eine Produktverteilung mittelkettiger 110- Produktanaloga von C ₄₅ -C ₆ 5 erhalten. Mit der ThkCPT wurde aus 110 und dem jeweiligen artifiziellen Elongationssubstrat (CI-BPP, Br-BPP) zum größeren Teil das einfachkondensierte Reaktionsprodukt gebildet. Dieses Reaktionsprodukt eluierte kurz hinter dem Prenylalkohol von 110, der auch im Blank zu beobachten war. Mit den Elongationssubstraten wurden jedoch auch mit CI-BPP und Br-BPP 110-Produktanaloga mit höherer Kettenlänge gebildet, und zwar mindestens nachweisbar bis zum C ₄₀ Produktanalogon.

Weiterhin wurde die Frage untersucht, ob die längeren Produktketten im Vergleich zur EcUPPS auf einen kinetischen Effekt zurückzuführen sein könnten. Um dies zu testen, wurden die HPLC-Assays in gleicher Weise wiederholt und bei Raumtemperatur inkubiert. Nach erfolgter Aufarbeitung wurden die Proben über HPLC analysiert (Abbildung 7). Abbildung 7 zeigt ein HPL-Chromatogramm der Produkte der ThkCPT mit 110 und den Elongationssubstraten Br-BPP und CI-BPP. Die Detektion erfolgte über Fluoreszenz bei Ex 352 nm/Em 420 nm. Eingesetzt wurde 10 μΜ ThkCPT. Wie schon bei der 65°C-lnkubation der ThkCPT-Assays zu beobachten war, konnten auch bei Raumtemperatur Reaktionsprodukte mit mehr als zwei Kondensationen mit CI-BPP bzw. Br-BPP beobachtet werden. Da die Reaktionstemperatur für die ThkCPT mit 25 °C nicht optimal war, wurden die Produkte mit geringerer Abundanz gemessen. Die Ergebnisse ließen darauf schließen, dass die abgebrochene Kettenverlängerung nicht auf einen klassischen kinetischen Effekt allein zurückzuführen war. Weiterhin zeigten die Ergebnisse überraschenderweise, dass bei 25 °C Produkte mit längeren Ketten entstanden, was auch bei dem natürlichen Substrat I PP zu beobachten war. Dominierend war bei den artifiziellen Substraten jedoch, gleichsam wie bei der Inkubation bei 65 °C, das einfachkondensierte Reaktionsprodukt.

Anschließend wurden zur DC-Analyse Assays mit FPP und dem jeweiligen artifiziellen Elongationssubstrat bei 65 °C durchgeführt, um die Produktkettenlängen zu verifizieren. Auch hier konnten das einfachkondensierte Reaktionsprodukt sowie die mehrfachkondensierten Reaktionsprodukte nachgewiesen werden (Daten nicht gezeigt).

Beispiel 15: Erzeugung von Co-Polymeren

Zur Erzeugung von Co-Polymeren wurden 500 μΙ_ Enzymassays in MS-Gläschen durchgeführt. Dazu wurden 500 μΙ_ Assaypuffer (50 mM Hepes, 100 mM NaCI, 1 mM DTT, 10 % Glycerin, 0,1 % Triton X-100, 0,5 mM MgCI ₂ (EcUPPS) oder 1 mM MgCI ₂ (ThkUPPS)) mit 10 μΜ Enzym, 50 μΜ 110 und 400 μΜ Elongations- substratmix (1 :0, 1 :10, 1 :100, 1 :500, 1 :1000 (IPP:Elongationssubstrat)) bei 22°C (EcUPPS) oder 65 °C (ThkCPT) über Nacht inkubiert. Die Extraktion der Polypre- nyldiphosphate erfolgte mit 500 μΙ_ 1 -Butanol. Die Butanolphase wurde in ein neues Glas überführt und unter Stickstoffstrom von dem Lösungsmittel befreit. Die Hydrolyse der Diphosphate zum Polyprenol erfolgte durch Zugabe von 200 μΙ_ Hydrolysepuffer (20% Isopropanol, 4,4 Units/mL azide Phophatase aus Kartoffel, 0,1 % Triton X-100, 50 mM Natriumacetat (pH 4,7)) und wurde über Nacht bei 37 °C inkubiert. Die Polyprenole wurden mit 500 μΙ_ nHexan extrahiert. Die nHexan- Phase wurde 1 :3 (v/v) mit nHexan verdünnt in die HPLC mittels Autosampier injiziert.

Die Ergebnisse werden in Abbildung 9 dargestellt. Abbildung 9 zeigt HPL- Chromatogramme der Produkte der ThkCPT mit 110 und den Elongationssubstra- ten I PP, sowie CI-BPP und Br-BPP jeweils im Gemisch mit I PP im Verhältnis 1 :1 0 (I PP :CI-BPP bzw. Br-BPP). Die Detektion erfolgte über Fluoreszenz bei Ex 352 nm/Em 420 nm.

Im oberen Chromatogramm der Abbildung 9 sind die Ergebnisse der Ansätze zu sehen, bei denen I PP als Elongationssubstrat verwendet wurde. Die Hauptprodukte eluieren bei etwa 1 7, 1 9 und 21 min. Die weiteren Ergebnisse zeigen, dass bei steigender Konzentration von I PP im Verhältnis zu den künstlichen Substraten, die Kettenlänge im Vergleich zu den Ansätzen mit CI-BPP (mittleres Chromatogramm) bzw. mit Br-BPP (unteres Chromatogramm) vergrößert wurde: das Hauptprodukt, das bei Einsatz der Substratgemische (I PP/CI-BPP und I PP/ Br- BPP) entstand, eluierte bei 1 3 min, während die Produkte, die bei Verwendung von reinem CI-BPP bzw. Br-BPP entstanden (Abbildungen 7 und 8), bei etwa 3 bis 9 min eluierten. Weiterhin zeigt auch das Entstehen von Doppel- bzw. Mehr- fachpeaks, dass in die Polymerkette ein Einbau von künstlichem Substrat und von IPP erfolgte, und somit im Elongationsbereich ein Co-Polymer entstanden ist. Diese mehrfachen Peaks sind bei dem Ansatz mit CI-BPP/I PP insbesondere beim Hauptprodukt (Doppelpeak bei 1 3 min) aber auch bei den Produkten kürzerer Kettenlänge (6-1 2 min) an der Vielzahl der Peaks zu erkennen. Bei dem Ansatz mit Br-BPP/I PP sind diese Doppel- bzw. Mehrfachpeaks insbesondere bei den Pro- dukten sichtbar, die bei 6, 7 und 9 min. eluieren.